Как определить чувствительность к антибиотикам при туберкулезе

Методы определения лекарственной чувствительности микобакте­рий. В лабораторной практике используют три основных метода определения лекарственной чувствительности микобактерий: метод абсолютных концентра­ций; метод соотношения резистентности; метод пропорций.

Метод абсолютных (предельных) концентраций заключается в следую­щем. Микобактерий выращивают на питательных средах, содержащих проти­вотуберкулезные препараты (ПТП) в различных концентрациях. Определение лекарственной чувствительности МБТ может быть прямым (посев на среды с противотуберкулезными препаратами патологического материала) и непрямым (посев на среды с противотуберкулезными препаратами выделенных культур микобактерий). Прямой способ позволяет значительно ускорить процесс полу­чения результата, но им можно пользоваться только тогда, когда микобактерий обнаруживаются в исследуемом материале бактериоскопически и содержатся в нем в значительном количестве. Лекарственную чувствительность можно опре­делять на плотных и жидких питательных средах. В современной лабораторной практике ее обычно определяют на среде Левенштейна-Йенсена, не содержа­щей крахмала, которая принята ВОЗ в качестве международного стандарта. Унификация определения лекарственной чувствительности МБТ позволяет по­лучать сравнимые результаты при проведении эпидемиологических исследова­ний. При определении лекарственной чувствительности на плотных питатель­ных средах результат учитывают через 3 недели после посева по макроросту МБТ на поверхности среды, на жидких питательных средах — через 10-12дней по наличию микроколоний в виде переплетающихся жгутов и кос в мазках из осадка.

Определение лекарственной чувствительности на плотных и жидких пи­тательных средах имеет свои преимущества и недостатки. На плотных средах можно получить более четко сравнимые результаты. При массовых исследова­ниях этот метод менее трудоемок, однако он более продолжителен по времени получения результата. В плотных средах во время свертывания может несколь-

ко уменьшаться содержание некоторых термолабильных препаратов, например, стрептомицина. Определение лекарственной чувствительности на жидких сре­дах более трудоемко, требует микроскопии препаратов, но результат можетбыть получен в более короткие сроки. Недостатком этого способа является то, что больные, леченные антибактериальными препаратами, могут выделять ми­кобактерий, лишенные корд-фактора, не дающие при размножении жгутов или паукообразных микроколоний, наличие которых служит критерием устойчиво­сти к препарату.

Метод соотношения резистентности (resistance ratio method) заключа­ется в определении соотношения минимальных ингибирующих концентраций противотуберкулезных препаратов для тестируемого штамма и референс-штамма H37R.V, чувствительного ко всем препаратам. Величина соотношения 2 и менее характеризует штамм как чувствительный, 8 и более — как устойчивый.

Вариантом метода минимальных ингибирующих концентраций является E—test. Лекарственная устойчивость микобактерий с использованием этого ме­тода определяется на чашках с агаровой средой, на которые помещают полоски, содержащие градиент концентраций противотуберкулезных препаратов. Чувст­вительность микобактерий к препаратам оценивается по наличию зоны ингиби-рования роста микобактерий вокруг полоски. Использование E—test позволяет определять лекарственную чувствительность МБТ в течение 5-10 дней.

Метод пропорций был предложен Canetti в 1963 году. Он заключается в определении соотношения числа колоний, выросших на среде, содержащей противотуберкулезный препарат, и числа колоний в контрольной пробирке, не содержащей препарата. Это соотношение является отражением пропорции ре­зистентных бактерий в популяции. Метод позволяет количественно оценить степень резистентности штамма МБТ, однако широкое применение его в клас­сическом варианте затруднено вследствие большой трудоемкости. Определение лекарственной чувствительности микобактерий методом пропорций может проводиться с использованием автоматических систем ВАСТЕС, MGIT, Esp Culture System и др.

Целью интерпретации результатов определения лекарственной чувстви­тельности МБТ к ПТП являются прогнозирование клинической эффективности ПТП у конкретного больного и обоснование рекомендаций по проведению оп­тимальной химиотерапии.

В качестве критериев для отнесения штаммов МБТ к категории чувстви­тельных или устойчивых используют пороговые значения минимальных инги­бирующих концентраций (МИК) ПТП, избранные на основе комплекса микро­биологических, фармакокинетических и клинических показателей. Данные о величине МИК ПТП в отношении штаммов МБТ, выделенных от больных,служат микробиологическим критерием для определения величины пороговых концентраций. Кроме того, при определении пороговых МИК учитывают дан­ные по фармакокинетикс ПТП. Основным показателем при этом является мак­симальная концентрация ПТП, которая создается в сыворотке крови послеприема ПТП в среднетерапевтической дозе. Четкая зависимость между этим показателем и величинами пороговых МИК отсутствует. В самом общем виде

можно лишь сказать, что пороговые МИК не могут быть выше максимально достижимых в сыворотке крови. И, наконец, третьим критерием для определе­ния пороговых значений МИК служат данные о клинической эффективности ПТП при заболевании, вызываемом микроорганизмами с различными МИК. Таким образом, предложенные в разных странах пороговые значения МИКПТП являются плодом консенсуса между ведущими экспертами, а не результа­том точных расчетов. По мере накопления опыта их периодически пересматри­вают. Несмотря на определенную условность рекомендованных пороговых зна­чений МИК ПТП, они являются единственной основой для первого этапа ин­терпретации результатов оценки чувствительности МБТ к ПТП.

Биологические методы диагностики туберкулеза

Биологическая проба (биопроба). Биопроба является еще одним мето­дом выявления микобактерий. Для этого чувствительных к туберкулезу живот­ных (чаще всего морских свинок) заражают патологическим материалом, взя­тым от больного, и в течение 3 месяцев наблюдают за их весом, поведением, местными изменениями. Если в течение этого срока животное не погибнет, его забивают. Морских свинок, забитых или погибших, обязательно вскрывают и оценивают туберкулезные изменения, произошедшие в их органах животных при развитии специфического процесса. Даже при отсутствии специфических изменений для подтверждения диагноза из лимфатических узлов, легких, пече­ни, селезенки готовят мазки, которые окрашивают по Цилю-Нильсену. Кроме того, кусочки указанных органов гомогенизируют и высевают на питательные среды. В сомнительных случаях выполняют гистологическое исследование тканей. Чувствительность биологического метода выявления микобактерий вы­сока (несколько клеток МБТ на пробу). Однако в последнее время появились сообщения о том, что результат биологического исследования не всегда корре­лирует с данными клинико-рентгенологического обследования.

Определение вирулентности штаммов микобактерий. Как и в общей микробиологии, при туберкулезе под вирулентностью понимают степень пато­генное™, то есть способность штамма МБТ размножаться в организме хозяина и вызывать в нем специфические патоморфологические изменения. Вирулент­ность МБТ обусловливается биологическими особенностями возбудителя ту­беркулеза, с одной стороны, и степенью резистентности макроорганизма — с другой. Определенная степень вирулентности присуща конкретному штамму МБТ и является не видовым (как патогенность), а индивидуальным признаком. Наиболее чувствительными животными для определения вирулентности мико­бактерий туберкулеза являются морские свинки, обладающие слабой естест­венной защитой против туберкулезной инфекции.

Для изучения вирулентности микобактерий суспензию штамма МБТ вво­дят подкожно двум морским свинкам в паховую область и ведут наблюдение за их весом, поведением, местными изменениями. Погибших морских свинок вскрывают. Для оценки степени вирулентности МБТ используют несколько критериев. Один из них — продолжительность жизни лабораторных животных,

использованных в эксперименте. К высоковирулентным относят культуры, вы­бывающие гибель морских свинок от генерализованного туберкулеза в период до 45 дней после заражения, к средневирулентным — при гибели через 1,5-3 месяца, к слабовирулентным — при гибели через 3-5 месяцев и более. Виру­лентность культур МБТ можно оценивать также по степени пораженное™ внутренних органов, выраженной в баллах (по М.В. Триус). По этой схеме спе­цифические изменения в органах и лимфатических узлах зараженных свинок оцениваются в зависимости от степени их выраженности плюсами, которые за­тем переводятся в цифровые показатели. Одним плюсом обозначается наличие единичных очагов в органе (селезенке, печени, легком), тремя плюсами — то­тальное поражение, двумя — промежуточная степень поражения. При исследо­вании лимфатических узлов каждый плюс оцениватся в 1 балл, селезенки — в 2, печени — 3, легких — 4 балла. Таким образом, при максимальных специфи­ческих изменениях цифровое обозначение поражения выражается цифрой 30. Е.Ф. Чернушенко разработана схема макроскопической оценки поражения внутренних органов морских свинок, зараженных туберкулезом, согласно кото­рой максимальное поражение организма оценивается в 100 баллов. Эта схема позволяет проводить статистическую обработку результатов. Вирулентность культур микобактерий можно оценивать также по индексу пораженности, предложенному Mitchison. Данный индекс рассчитывают как квадратный ко­рень из отношения пораженности внутренних органов, выраженной в баллах, к числу прожитых животным дней. Такой способ оценки учитывает скорость раз­вития специфических поражений во внутренних органах лабораторных живот­ных. При величине индекса пораженности 1 и более штамм микобактерий от­носят к высоковирулентным.

МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ ДИАГНОСТИКИ ТУБЕРКУЛЕЗА

Полимеразная цепная реакция. Получение более совершенных пита­тельных сред, разработка автоматических систем позволяют сокращать сроки выявления и идентификации микобактерий. Однако они все еще остаются дос­таточно длительными и зависят от количества возбудителя в инфекционном материале. Современные молекулярно-генетические методы открывают в этой области значительные перспективы, так как позволяют с высокой чувствитель­ностью и специфичностью проводить выявление и типирование микобактерий в различном диагностическом материале.

Наиболее часто на практике используется молекулярно-генетический ме­тод, в основе которого лежит принцип полимеразной цепной реакции (ПЦР).

ПЦР — принципиально очень простой метод амплификации, т. е. умно­жения нуклеиновых кислот. Он был открыт в середине 1980-х гг. Kary Mullis с соавторами (биотехнологическая компания «Cetus», США). За это открытие ав­тор был удостоен Нобелевской премии. В последние годы ПЦР становится од­ним и) наиболее широко используемых в современной медицине и биологии методов. И частности, в настоящее время выпускаются диагностические наборы кии НЦ1\ которые используются для выявления ВИЧ, вируса гепатита С, ЦМВ,

микобактерий туберкулеза и т. д. в различных диагностических материалах. ПЦР имитирует естественный процесс репликации ДНК, при котором число ее молекул удваивается после каждого цикла. Одно из отличий заключается в том, что ПЦР используется для амплификации не всей хромосомы, а лишь неболь­шого участка ДНК, специфичного для данного вида (последовательность-мишень).

Как известно, при репликации одна цепочка ДНК служит матрицей, на которой с помощью ДНК-полимеразы синтезируется комплементарная ей вто­рая цепочка. Удвоение ДНК с помощью полимеразы происходит от 5′- кЗ’-концу каждой цепочки. Названия «3’» и «5′-конец ДНК» обусловлены по­следовательностью соединения нуклеотидов в цепочке. Направленность цепей в двухцепочечной молекуле ДНК противоположна, т. е. 3′-конец одной цепочки всегда взаимодействует с 5′-концом второй цепочки. Противоположную на­правленность цепей часто выражают термином «антипараллельность». При продвижении ДНК-полимеразы по молекуле ДНК на одной цепочке сразу син­тезируется сплошная комплементарная цепь, на другой происходит синтез не­больших фрагментов ДНК, получивших название фрагментов Оказаки, которые затем сшиваются при помощи фермента лигазы. Для начала работы ДНК-полимеразы необходим участок двухцепочечной ДНК, с которого начинается репликация. Небольшой участок РНК, с которого начинается удвоение ДНК, получил название праймера, или затравки.

Метод ПЦР основан на повторении трех этапов, проходящих при разных температурных режимах. На первом этапе двухцепочечную ДНК денатурируют путем кратковременного нагрева инкубационной системы до 90-95°С. Таким образом, две цепочки ДНК остаются в растворе в не связанном друг с другом состоянии до тех пор, пока температура не будет понижена. На следующем этапе, получившем название этапа отжига праймеров, который проходит при 40-60°С, с участками одноцепочечных молекул ДНК, фланкирующими после­довательность-мишень, связываются праймеры. Это короткие участки РНК длиной около 20 нуклеотидов. Каждая из затравок связывается только с одной цепочкой ДНК. Следующий шаг ПЦР — умножение последовательности-мишени с помощью полимеразы. Поскольку инкубационная система на этапе денатурации нагревается до 90-95°С, в ПЦР используется термостабильная Taq-полимераза, выделенная из Thermits aquaticus. Этап достройки затравок проходит при 70-75°С. На этом заканчивается первый цикл амплификации. Да­лее все этапы повторяются 20-25 раз. В результате количество ДНК-мишени возрастает в геометрической прогрессии.

На практике из патологического материала, взятого от больных, при по­мощи специальных методов выделяют ДНК. К ней добавляют реакционный буфер, смесь нуклеозидтрифосфатов, праймеры, полимеразу и проводят ам­плификацию в программируемом термостате (термоциклере). Результат учиты­вают с помощью электрофореза в агарозном геле или с помощью иммобилизо­ванных фрагментов ДНК. Присутствие в пробе последовательности-мишени свидетельствует о наличии МБТ в исследуемом образце. ПЦР позволяет выяв-

Пять 1-10 бактериальных клеток в 1 мл биологического материала. Специфич­ность реакции — 97-98%.

Исследованию методом ПЦР подлежат мокрота, бронхиальный секрет, плевральная и другие жидкости, моча, периферическая и менструальная кровь, соскобы эпителиальных клеток цервикального канала.

Следует отметить, что с помощью ПЦР нельзя определить активность ту­беркулезного процесса, поэтому интерпретировать полученный результат необ­ходимо с учетом клинико-рентгенологических данных. Метод ПЦР можно ис­пользовать как дополнительный диагностический метод при дифференциаль­ной диагностике в комплексе с другими методами лабораторной диагностики туберкулеза и нельзя использовать в качестве скринингового метода для выяв­ления больных туберкулезом из-за возможности ложноположительных резуль­татов. Кроме того, препятствием для широкого использования данного метода служит необходимость использования дорогостоящего оборудования и диагно­стических наборов.

ПЦР — не единственный амплификационный метод детекции микобак-терий. В табл. 5 представлены другие амплификационные методики, позво­ляющие обнаруживать микобактерии.

Таблица 5 Амплификационные методы, используемые для детекции микобактерии

Трехэтапный температурозависимый синтез двухцепочечной ДНК

источник

Весь контент iLive проверяется медицинскими экспертами, чтобы обеспечить максимально возможную точность и соответствие фактам.

У нас есть строгие правила по выбору источников информации и мы ссылаемся только на авторитетные сайты, академические исследовательские институты и, по возможности, доказанные медицинские исследования. Обратите внимание, что цифры в скобках ([1], [2] и т. д.) являются интерактивными ссылками на такие исследования.

Если вы считаете, что какой-либо из наших материалов является неточным, устаревшим или иным образом сомнительным, выберите его и нажмите Ctrl + Enter.

Сегодня туберкулез представляет собой серьезную медицинскую проблему. Заболеваемость туберкулезом все больше возрастает. Лечение становится все менее эффективным, поскольку возбудитель приобретает устойчивость к применяемым антибактериальным препаратам. Фармацевтические компании разрабатывают все новые средства, но со временем и они перестают быть эффективными. В настоящее время многие специалисты убеждены, что антибиотики при туберкулезе остаются единственным надежным средством лечения этого заболевания.

Для лечения применяют преимущественно антибиотики группы аминогликозидов. Наиболее эффективными средствами этой группы являются канамицин и амикацин. Также применяют антибиотики из группы полипептидов, представленные такими препаратами, как капреомицин, циклосерин. Хорошо зарекомендовали себя фторхинолоны. Из этой группы наилучшим образом зарекомендовали себя такие препараты, как ломефлокацин, ципрофлоксацин офлоксацин, левофлоксацин, моксифлоксацин.

Необходимо учитывать, что антибиотики назначаются каждому пациенту индивидуально с учетом чувствительности возбудителя к действующему веществу. Также обязательно учитываются результаты анализа, текущее состояние пациента, степень тяжести заболевания, сопутствующие заболевания. Это связано с тем, что антибиотики, назначаемые для лечения туберкулеза, очень опасны, токсичны и оказывают воздействие не только на возбудителя, но и на организм человека.

При подборе оптимальной схемы лечения, врач старается подобрать такой вариант, при котором препарат будет оказывать максимальное воздействие на микроорганизм, убивая возбудителя заболевания. Также нужно обеспечить минимальное влияние лекарственного препарата на организм человека, обезопасив при этом печень, почки, сердце и другие системы от опасных осложнений.

Большую опасность представляет так называемый лекарственноустойчивый туберкулез – это форма заболевания, при которой возбудитель приобретает устойчивость к применяемому лекарственному препарату, и другим препаратам. Такое может возникнуть при низкой дозировке, при неправильном подборе лекарственного средства, при внезапной мутации микроорганизма.

Если нарушить схему приема препаратов, не принять вовремя препарат, или уменьшить дозу, бактерия может подвергнуться мутации и обрести устойчивость. В редких случаях устойчивость бывает первичной. В большинстве случаев она является результатом неправильной терапии и безответственного отношения пациента к лечению.

Устойчивость может быть как единичной, так и множественной. При единичной микроорганизм приобретает устойчивость только к одному лекарственному препарату. В таком случае сохраняется возможность назначения альтернативного варианта, к которому еще не выработана устойчивость. Более опасной считается множественная устойчивость, при которой бактерия приобретает устойчивость к двум и более микроорганизмам, либо ко всей смежной группе. Это лишает врача возможности подобрать эффективное лечение. В результате болезнь прогрессирует, а лечения для нее нет.

В случае обретения устойчивости возбудителем врачи ищут способы преодолеть инфекцию. Здесь может помочь тест на чувствительность к антибиотикам, который покажет, к какому препарату у возбудителя все еще сохраняется устойчивость. Также при обнаружении эффективного средства можно подобрать его оптимальную дозировку. Но проблема состоит в том, что не всегда есть возможность провести такое исследование и зачастую потому, что не хватает времени. Исследование проводится не мене месяца, потому что сначала необходимо вырастить необходимое количество возбудителя, и только после этого можно провести исследование. В большинстве случае врач не располагает таким временем, поскольку пациент может умереть за это время. Нужно предпринимать срочные меры.

В таком случае обычно медики идут эмпирическим путем, пробуя различные комбинации препаратов. При этом рекомендуется подбирать препараты таким образом, что они перекрывали спектр действия друг друга и воздействовали на различные группы микроорганизмов. Также важно, что был различный механизм действия препарата. Это позволит повысить шанс на успешное лечение. Например, целесообразно применение препарата, который разрушает клеточную мембрану микроорганизма, тем самым предотвращая его дальнейшее развитие. Тогда вторым препаратом стоит выбрать тот, который будет направлен на ингибирование синтеза ферментов и основных биохимических циклов возбудителя, что также приведет к гибели микроорганизма. Таким образом, у нас появляется возможность воздействия на один и тот же микроорганизм с различных сторон.

Часто назначают изониазид и рифампицин, которые могут быть весьма эффективны в отношении возбудителя, но крайне опасны для организма. Они оказывают множественные побочные эффекты на печень, почки, сердце. Изониазид является одним из основных средств, при помощи которых травят собак и кошек. Уровень токсичности говорит сам за себя. Препараты могут разрушать клетки печени и почек, могут вызвать язву желудка. При превышении дозировки или длительном приеме развивается сильная интоксикация, которая может закончиться полным отказом печени и почек.

Поэтому принимать препараты нужно в комплексе с гепатопротекторами и нефропротекторами, всегда держать под рукой противоядие на случай отравления. Антидотом изониазид является пиридоксин, или витамин В. При появлении любых отрицательных побочных эффектов нужно сразу же обращаться к врачу. Прекращать прием или снижать дозу самостоятельно также нельзя, поскольку микроорганизм приобретет устойчивость, и вылечить заболевание будет невозможно. К сожалению, не принимать лекарственные средства больному туберкулезом нельзя, несмотря на высокий риск, поскольку это смертельное заболевание, которое без лечения закончится летальным исходом. Кроме того, заболевание считается социально опасным, поскольку больной может заразить окружающих. Болезнь передается контактным и воздушно-капельным путем.

Изониазид и рифампицин – не единственные возможные комбинации лекарственных препаратов. Средства подбираются индивидуально для каждого человека. При этом комбинация может содержать 5 антибактериальных препаратов и более. Один или два препарата берутся из основных, остальные – из резервных противотуберкулезных средств.

Часто назначают антибиотики в комбинации с противогрибковыми препаратами. Это связано с тем, что развитие грибковой инфекции является одним из побочных эффектов длительной и усиленной антибактериальной терапии. Погибает нормальная микрофлора, ее место очень быстро занимает грибок, который начинает бесконтрольно расти и размножаться. Чаще всего развиваются тяжелые кандидозы, которые поражают гениталии, кишечник, ротовую полость, и другие микробиоценозы. Для подавления роста грибка наиболее эффективным средством считается флюконазол.

Относительно новым лекарственным средством в лечении туберкулеза является перхлозон – препарат, который эффективен в отношении форм микроорганизмов, устойчивых к лекарственным препаратам. Но механизм действия и последствия применения его все еще остаются неизученными.

Также антибиотики против туберкулеза могут существенно снижать иммунитет, в результате чего развивается бактериальная и вирусная микрофлора, организм более подвержен различным заболеваниям. Для поддержания иммунитета назначают противотуберкулезные антибиотики в комплексе с иммуномоделирующими или иммуностимулирующими средствами. Это препараты, которые направлены на восстановление иммунитета человека.

Чаще всего применяют такие препараты, как тактивин и тималин, интерфероны, лейкинферон. В любом случае. Подбирать необходимый препарат должен только врач-иммунолог.

Лекарства против туберкулеза выдаются людям бесплатно. Для этого нужно стать на учет в противотуберкулезный диспансер.

[1], [2], [3], [4], [5], [6], [7], [8], [9], [10]

При лечении туберкулеза в основном постоянно используется антибиотики рифампицин. Он сильный, достаточно эффективный, обладает мощным антибактериальным эффектом. До его появления туберкулез считался неизлечимой смертельной болезнью, от которой умирал каждый третий пациент. Но сегодня это средство дает нам возможность преодолеть заболевание.

Но и в этом случае существует проблема: бактерии сумели выработать устойчивость и к нему. Наблюдается все больше случаев, при которых возбудитель остается нечувствительным и лечение не приносит никаких результатов. В таком случае необходимо комбинировать препараты, искать эффективные комбинации. Многие врачи спасаются тем, что назначают рифампицин совместно с изониазидом. В такой комбинации усиливается как эффективность препаратов с точки зрения воздействия на возбудителя заболевания, так и увеличивается его токсичность и риск возникновения побочных эффектов для организма.

Проблему устойчивости удалось частично решать индийским ученым. Так, они изобрели новое соединение, которое пока еще обладает исключительной активностью в отношении возбудителей заболевания – десметилрифампицин. Это средство было синтезировано в биохимической лаборатории, представляет собой модификацию традиционного рифампицина. Обладает более выраженным антибактериальным действием в отношении микобактерий туберкулеза. Для достижения такого эффекта ученые моернизировали прекурсор лекарственного средства для лечения туберкулезной инфекции. Разработка выполнена молекулярно-генетическими и биохимическими методами. Пока бактериям не удавалось выработать устойчивость к этому соединению, поэтому на сегодня десметилрифампицин можно считать самым эффективным лекарственным средством против туберкулеза. Но проблема состоит в том, что средство еще не поступило в промышленное производство. Оно было получено только в лабораторных условиях, но для того чтобы оно стало доступно людям, необходимо пройти ряд доклинических и клинических исследований.

[11], [12], [13]

Проблема чувствительности и ее постоянного снижения – одна из самых актуальных тем современной фтизиатрии и пульмонологии. Туберкулез можно лечить антибиотиками. При этом появление нового лекарственного средства всегда сначала эффективно, но со временем у возбудителя вырабатывается к нему устойчивость, и антибиотик перестает действовать.

Выработка устойчивости является естественным механизмом адаптации микроорганизма к меняющимся условиям. Возбудители туберкулеза – микобактерии представляют собой крошечные микроорганизмы, которые также постоянно развиваются и стремятся к выживанию и повышению численности собственной популяции. Для этого постоянно появляются все новые и новые механизмы адаптации к действию антибиотиков.

Фармацевтическая промышленность, в свою очередь, стремится изучить эти механизмы и преодолеть их. Все новые эффективные средства преодолевают механизм устойчивости бактерий. Но со временем они вырабатывают новые факторы, и антибиотик вновь становится неэффективным, что побуждает фармацевтом на дальнейшие поиски лекарственных средств.

Решить проблему можно путем комбинации нескольких средств. Для того чтобы точно определить, насколько эффективным окажется антибиотик, проводят предварительный анализ на антибиотикочувствительность. Для этого у пациента берут на исследование биологический материал, который предположительно содержит возбудителей заболевания. При туберкулезе легких берут чаще всего смывы с поверхности носоглотки, глотки. Может потребоваться эндотрахеальный или альвеолярный секрет, мокрота, которую забирают методом пункции. Чаще всего больного просто просят собрать утреннюю порцию мокроты в чашку Петри и принести на исследование.

Затем исследуемый материал пересеивают на питательную среду, вносят факторы роста и помещают в условия термостата при оптимальных условиях для роста микроорганизма. Растет он очень медленно, даже при внесении факторов роста. В среднем, требуется примерно месяц на то, чтобы вырастить достаточное для дальнейшего исследования количество микроорганизмов. Рост микроорганизмов проверяют каждую неделю.

По достижении необходимых показателей роста, микроорганизмы идентифицируют путем проведения ряда иммунологических и биохимических тестов. Полученные данные сравнивают с определителем Берджи, что позволяет точно определить родовую и видовую принадлежность микроорганизма.

После этого приступают к исследованию собственно чувствительности к различным антибиотикам. Чаще всего применяют диско-диффузионный метод, при котором на чашку Петри с микроорганизмом помещают бумажные диски, пропитанные антибиотиком. Затем накрывают крышкой и инкубируют еще минимум неделю. После этого оценивают результаты. О чувствительности бактерий к антибиотику можно говорить в случае поя00вления зоны задержки роста бактерий, вокруг диска с антибиотиком. Диаметр измеряют при помощи обычной линейки или специальных инструментов. После этого о степени чувствительности судят по диаметру зоны задержки. Чем выше чувствительность, тем больше диаметр зоны задержки.

Затем при помощи метода десятичных разведений оценивают минимальную ингибирующую концентрацию антибиотика, при которой бактерия все еще сохраняет чувствительность. То есть делают серию последовательных разведений антибиотика с физиологическим раствором, при котором каждая последующая концентрация ниже предыдущей в 10 раз. Та концентрация, при добавлении которой все еще происходит задержка роста, хотя бы минимальная, считается МИК – минимальной ингибирующей концентрацией, при которой антибиотик все еще остается эффективным.

По зоне максимальной задержки роста, самой большой, определяют наиболее эффективную концентрацию, которая максимально полно угнетает рост микроорганизмов, или полностью его останавливает. На основании этих результатов и определяют необходимую концентрацию вещества, которое позволит подавить рост микроорганизмов и вылечить заболевание.

Всегда делают поправку на то, что результат получен в лабораторных условиях, которые считаются идеальными. Для микроорганизма созданы оптимальные условия, есть постоянный источник питательных веществ. Действие антибиотика также ничем не ограничено.

При попадании в организм таких условий не будет. Микроорганизм будет подвергаться воздействию иммунных факторов, должен искать механизмы защиты. Антибиотик частично нейтрализуется, начиная с попадания в ротовую полость, под действием слюны. Далее он растворяется в желудке. Также претерпевает трансформацию под действием ферментов, желудочного сока, соляной кислоты. Часть действующего вещества теряется в ходе всасывания через стенки ЖКТ.

При попадании в кровь, антибиотик также воспринимается клетками иммунной системы, как чужеродный агент, подвергается нейтрализующему воздействию со стороны лимфоцитов, нейтрофилов, других факторов иммунологической защиты.

Таким образом, проникая в очаг инфекции, конечная концентрация существенно снижается. Поэтому не удивительно, что дозировка должна существенно превышать результаты, полученные при лабораторном исследовании. Во сколько увеличить концентрацию в каждом конкретном случае решает врач индивидуально. Все зависит от степени тяжести заболевания, текущего состояния пациента, сопутствующих заболеваний и отягощающих факторов. Врач основывается на результатах лабораторных исследований, а также результатов опроса и осмотра пациента.

источник

Владельцы патента RU 2244927:

Изобретение относится к области микробиологии и может быть использовано для определения лекарственной чувствителности микобактерий туберкулеза. Сущность способа состоит в том, что диагностический материал предварительно заливают раствором хлоргексидинбиглюконикума, гомогенизируют, оставляют на 10-12 часов при комнатной температуре, центрифугируют, осадок заливают жидкой средой Школьниковой, инкубируют при 37°С в течение 3 суток, сливают надосадочную часть среды Школьниковой, заливают свежей средой Школьниковой, осадок перемешивают, засевают на плотные яичные среды и чувствительность штамма определяют через 3 недели по наличию роста только в контрольной пробирке. Техническим результатом является повышение точности способа и сокращение сроков определения.

Данное изобретение относится к области медицины, разделу “бактериология”, а именно к лабораторным методам диагностики туберкулеза.

Известные в практических лабораториях методы определения чувствительности микобактерий туберкулеза к противотуберкулезным препаратам длительны и предполагают (с учетом выхода культур) срок 49-60 дней. Методы определения чувствительности к противотуберкулезным препаратам с применением современных технологий используются в силу своей дороговизны далеко не во всех лабораториях. Кроме того, в арсенале фтизиобактериологов имеется метод прямого определения лекарственной чувствительности. Этот метод предполагает наличие микобактерий в исследуемом материале, подтвержденный методом прямой бактериоскопии. Но и он не всегда позволяет получить положительный результат.

Таким образом, поиск достаточно быстрого, с гарантированным результатом данных лекарственной чувствительности микобактерий туберкулеза к противотуберкулезным препаратам в условиях практических лабораторий сохраняет свою актуальность и имеет предпосылки для его усовершенствования.

Прямым способом определение лекарственной чувствительности осуществляется как на жидких, так и на плотных питательных средах (Т.Н.Ященко, И.С. Мечева Руководство по лабораторным исследованиям при туберкулезе М., Медицина. — 1973. — С.60-71.)

1. Определение лекарственной чувствительности микобактерий туберкулеза к противотуберкулезным препаратам на жидких питательных средах.

Из мокроты приготавливают и обрабатывают мазки. Количество мазков определяется количеством противотуберкулезных препаратов и тех концентраций, к которым предполагается изучить устойчивость микобактерий. Обработанные мазки опускают стерильным пинцетом в бактериологические пробирки, в которые предварительно разлиты среды с различным содержанием противотуберкулезных препаратов и контрольную со средой без препарата. Через 10-14 дней пробирки со стеклами стерилизуют. После стерилизации мазки вынимают из пробирок, высушивают, фиксируют над пламенем, окрашивают по Циль-Нильсену и микроскопируют (Т.Н.Ященко, И.С. Мечева. Руководство по лабораторным исследованиям при туберкулезе. М., Медицина. — 1973. — С.60-71.)

2. Определение лекарственной чувствительности МБТ к противотуберкулезным препаратам на плотных питательных средах.

Диагностический материал (мокрота), при наличии бактериоскопическим методом по Циль-Нильсену 1-5 палочек микобактерий, обрабатывают также как для обычного посева.

Обработка материала с использованием для посева осадка (Т.Н.Ященко, И.С.Мечева Руководство по лабораторным исследованиям при туберкулезе М., Медицина. — 1973. — С.37). Для обработки берут равное по отношению к материалу количество 10% раствора трехзамещенного фосфорно-кислого натрия, хорошо перемешивают и помещают в термостат на 20-24 часа, после чего смесь центрифугируют и осадок засевают на 3-4 пробирки яичной среды.

При прямом методе определения лекарственной устойчивости микобактерий туберкулеза на плотных средах патологический материал обрабатывают вышеуказанным способом и засевают на плотные питательные среды, содержащие различные концентрации противотуберкулезных препаратов. Чтение результатов определения чувствительности через 21 день инкубации (Т.Н.Ященко, И.С. Мечева. Руководство по лабораторным исследованиям при туберкулезе. М., Медицина. — 1973. — С.70-71.)

Первичное культивирование микобактерий туберкулеза из диагностического материала затруднено тем, что при посеве бактериоскопически положительного диагностического материала не всегда удается получить результат, т.е. данный прототип недостаточно информативен. И как следствие клиницисты получают отрицательный результат прямого определения и вынуждены ждать выхода культуры для определения лекарственной чувствительности микобактерий туберкулеза непрямым методом, т.е. сроки получения результатов удлиняются.

С целью повышения информативности исследования предложен способ определения лекарственной чувствительности микобактерий туберкулеза путем посева люминесцентно-положительного диагностического материала на плотную питательную среду отличающийся тем, что перед посевом на плотную яичную среду, с антибактериальными препаратами осадка с диагностического материала последний заливают жидкой средой Школьниковой. После подращивания микобактерий туберкулеза в течение 3-х суток производится замена надосадочной жидкости на свежую среду Школьниковой в количестве 3 мл.

Материал (мокрота) подвергается первичной обработке с целью подавления сопутствующей микрофлоры, что предупреждает загрязнение посевов. Обработка проводится по Балану В.Ф. хлоргексидинбиглюконикумом.

Диагностический материал заливается равным объемом (1:1) 0,05% раствора хлоргексидинбиглюконикумом. Тщательно гомогенизируют. Оставляют на 10-12 часов при комнатной температуре. На следующий день материал центрифугируют при 1500-2000 об\мин в течение 10 мин. Сливают надосадочную жидкость, оставив осадок. Последний заливают 2,0 мл жидкой среды Школьниковой. Инкубируют в термостате при Т 37°С в течение 3 суток. По истечении этого срока, надосадочную часть среды Школьниковой сливают, не центрифугируя. Заливают 3,0 мл свежей среды Школьниковой. Осадок перемешивают и засевают по 0,2 мл на плотные яичные среды с содержанием противотуберкулезных препаратов. Срок выдачи результатов через 3 недели (21 день).

Пропись полусинтетической среды Школьниковой (Т.Н.Ященко, И.С. Мечева Руководство по лабораторным исследованиям при туберкулезе М., Медицина. — 1973. — С.153):

Калия одноосновного фосфорно-кислого — 1,5 г

Натрия двуосновного фосфорно-кислого — 2,5 г

Магнезии серно-кислой — 05 г

Натрия лимонно-кислого (среднего) — 1,5 г

Железа лимонно-кислогоаммиачного — 0,005 г

Воды дистиллированной 1 л

При наличии роста микобактерий только в контрольных пробирках штамм считается чувствительным. При наличии роста более 20 колоний микобактерий в пробирках с той или иной концентрацией препарата культура расценивается, как устойчивая.

Доказано, что наиболее оптимальный срок инкубирования осадка с нативного материала является 3-х дневный. В табл. 1 приводятся сравнительные данные по срокам выхода культур микобактерий туберкулеза и интенсивности роста микобактерий в зависимости от сроков пересева осадка диагностического материала с жидкой среды на яичную. Из приведенных данных следует, что наиболее оптимальный срок пересева с жидкой среды на яичную через 3 и 5 дней роста. Но при сроке “через 3 дня” на яичной среде отмечается более интенсивный рост культур микобактерий.

После 3-х дневной инкубации осадка обязательным является замена среды Школьниковой на свежую среду. Проведенными экспериментами доказано, что если произвести пересев осадка диагностического материала без замены жидкой среды на свежую сроки выхода культур микобактерий удлиняются до 15,5 дней и интенсивность роста на яичной среде оценивается до 1 креста. Если среда в которой производили инкубирование в течение 3-х дней сливается и заменяется на свежую, то отмечается укорочение сроков выхода культур в среднем до 12,5 дней и что самое важное интенсивность роста микобактерий оценивается в 3 креста, что является основным при оценке роста микобактерий на яичной среде при определении лекарственной чувствительности (табл.2). Данная манипуляция способствует удалению токсических продуктов метаболизма микобактерий, образовавшихся во время лаг-фазы размножения микроба.

Предложенный способ определения лекарственной чувствительности микобактерий туберкулеза к противотуберкулезным препаратам испытана на 49 больных различными формами туберкулеза, с установленным люминесцентно-положительным мазком мокроты (24 — контрольная группа, 25 — опытная). В контрольной группе больных лекарственная чувствительность определялась на плотных средах, в опытной предложенным методом. Результаты исследований приведены в таблице 3.

У больных с люминесцентно-положительным мазком мокроты использование предлагаемого способа определения лекарственной чувствительности к противотуберкулезным препаратам с предварительным подращиванием микобактерий в жидкой питательной среде позволило получить результат в 100% случаев. Предлагаемый нами способ определения лекарственной чувствительности прост в выполнении, доступен для любой микробиологической лаборатории.

Способ определения лекарственной чувствительности микобактерий туберкулеза путем посева диагностического материала на плотную яичную питательную среду с антибактериальными препаратами, отличающийся тем, что предварительно диагностический материал заливают равным объемом 0,05%-ного раствора хлоргексидинбиглюконикума, гомогенизируют, оставляют на 10-12 ч при комнатной температуре, центрифугируют 10 мин при 1500-2000 об/мин, осадок заливают 2,0 мл жидкой среды Школьниковой, инкубируют при 37°С в течение 3 суток, сливают надосадочную часть среды Школьниковой, заливают 3,0 мл свежей среды Школьниковой, осадок перемешивают, засевают по 0,2 мл на плотные яичные среды и чувствительность штамма определяют через 3 недели по наличию роста только в контрольной пробирке.

источник

При лабораторной диагностике туберкулеза недостаточно дать ответ, констатирующий, обнаружены или нет тем или иным методом микобактерий туберкулеза. Для клиники туберкулеза, детального представления о характере микобактериальной популяции и определения прогноза заболевания необходимо изучение различных свойств культур, выделенных от больного: лекарственной чувствительности, ферментативной активности, вирулентности, видовой принадлежности. В некоторых случаях необходимо дифференцировать выделенные культуры и установить характер атипичных культур. Все это обусловливает то разнообразие исследований, которые необходимо проводить при лабораторной диагностике туберкулеза.

Определение лекарственной чувствительности выделенных штаммов микобактерий является необходимым и весьма важным этапом микробиологических исследований. Развитие лекарственной устойчивости обусловлено многими факторами: селекцией устойчивых вариантов в микобактериальной популяции, вегетирующей в организме больного; индукцией противотуберкулезными препаратами или антибиотиками, применяемыми в процессе химиотерапии; передачей эписомного R-фактора чувствительным особям (нехромосомная устойчивость) и др. Следует отметить, что снижение чувствительности микобактерий туберкулеза отмечается ко всем противотуберкулезным препаратам, однако оно может отличаться по степени, характеру, частоте и скорости появления. Известно, что из патологического материала от больных туберкулезом выделяются неоднородные по лекарственной чувствительности микобактерий: устойчивые к одному лекарственному препарату, или моноустойчивые, варианты с истинной двойной или полиустойчивостью, а также смесь вариантов, устойчивых к различным препаратам.

Определение спектра и степени чувствительности микобактерий туберкулеза к противотуберкулезным препаратам имеет важное значение для тактики химиотерапии больных, контроля за эффективностью лечения и определения прогноза заболевания. Степень лекарственной чувствительности микобактерий туберкулеза определяется в соответствии с установленными критериями, которые зависят как от противотуберкулезной активности лекарственного препарата, так и его концентрации в очаге поражения, величины максимальной терапевтической дозы, фармакокинетики препарата и др.

Определение лекарственной чувствительности в настоящее время проводится бактериологическими методами — методом разведений на плотной питательной среде и методом разведений (или абсолютных концентраций) на жидких питательных средах. Имеется много модификаций обоих методов. В качестве унифицированного в России применяют рекомендованный Комитетом по химиотерапии ВОЗ метод определения лекарственной чувствительности микобактерий на плотной среде Левенштейна — Йенсена (без крахмала), в которую перед свертыванием добавляют различные концентрации препаратов. Минимальный набор состоит из 2—3 пробирок с разными концентрациями каждого из используемых в данной клинике препаратов, одной контрольной пробирки со средой без препарата.

Этот метод достаточно точен. Он позволяет применять патологический материал, содержащий любое количество микобактерий, поскольку для определения лекарственной чувствительности используются микобактерий, предварительно выделенные из патологического материала. Поскольку сроки выделения возбудителя на питательных средах составляют не менее 1—1,5 мес, результаты определения лекарственной чувствительности указанным методом можно получить не ранее чем через 2—2,5 мес после забора материала. В этом заключается один из основных недостатков метода. Описанный метод определения лекарственной чувствительности микобактерий после выделения их чистой культуры получил название непрямого метода.

При массивном бактериовыделении (не менее 1—5 микобактерий в каждом поле зрения) применяют прямое определение лекарственной чувствительности при выделении возбудителя непосредственно из патологического материала. Для этого используют метод глубинного посева и метод культивирования на стеклах в жидких питательных средах. Эти методы более трудоемки, требуют дополнительного приготовления мазков, окраски и микроскопирования последних и, кроме того, менее точны, так как невозможно дозировать засев микобактерий. Однако результаты можно получить в более короткие сроки (через 12 дней). Практикуется также прямое определение лекарственной устойчивости на плотных средах, в этом случае результаты можно получить через 3 нед.

Лекарственно-чувствительные штаммы дают рост на средах с препаратами в пределах определенной концентрации, различной для каждого препарата. Штаммы, которые растут при соответственно более высоком содержании этих препаратов в питательной среде, относят к лекарственно-устойчивым. Устойчивость определяют по наличию макроскопически видимого роста на плотных и микроскопического роста — на жидких средах.

Устойчивость данного штамма в целом выражается той максимальной концентрацией препарата (количество микрограмм в 1 мл питательной среды), при которой еще наблюдается размножение микобактерий (по числу макроколоний при посеве на плотные среды и микроколоний при посеве на жидкие среды). Лекарственно устойчивые микроорганизмы способны размножаться при таком содержании препарата в среде, которое оказывает на чувствительные особи бактериостатическое или бактерицидное воздействие. При определении лекарственной устойчивости микобактерий на плотных средах культура считается чувствительной к той концентрации препарата, которая содержится в среде, если число колоний микобактерий, выросших на одной пробирке с препаратом, не превышает 20. Только при наличии более 20 колоний культура расценивается как устойчивая.

Для различных препаратов установлена определенная предельная концентрация, при которой еще наблюдается размножение чувствительных к этому препарату микобактерий. Границей, или критерием устойчивости, называют те первые концентрации препарата в питательной среде, выраженные в микрограммах на 1 мл, при которых начинают размножаться устойчивые особи. Для плотной среды Левенштейна—Йенсена установлены следующие концентрации (мкг/мл):

• стрептомицин — 5;
• изониазид — 1;
• этионамид — 30;
• протионамид — 30;
• циклосерин — 50;
• канамицин — 30;
• флоримицин (виомицин) — 30;
• тиоацетазон (тибон) — 2;
• этамбутол — 2;
• рифампицин — 20.

Наряду с анализом лекарственной чувствительности все выделенные при посеве медленно растущие штаммы микобактерий подлежат первичной идентификации для определения их видовой принадлежности (М. tuberculosis, М. bovis, М. africanum, М. microti), так как принадлежность возбудителя к тому или иному виду существенно влияет на тактику химиотерапии, прогноз заболевания и др. Одним из основных лабораторных тестов, позволяющих дифференцировать М. tuberculosis и М. bovis и микобактерии всех других видов, служит ниациновый тест. Он основан на уникальной способности микобактерии человеческого типа синтезировать ниацин (никотиновую кислоту) в значительно больших количествах, чем микобактерии бычьего типа и нетуберкулезные микобактерии.

В случае выделения нетуберкулезных (атипичных) микобактерии, как медленно, так и быстро растущих, необходимо прежде всего правильно оценить их роль в заболевании, а затем идентифицировать их. Для установления диагноза микобактериоза надо многократно повторно выделить один и тот же вид микобактерии. Все туберкулезные микобактерии подлежат специальному изучению с помощью бактериологических и биохимических методов идентификации. Порядок и основные методы идентификации определены приказом МЗ СССР № 558 от 8 июня 1978 г. «Об унификации микробиологических методов исследования при туберкулезе», а также изложены в методических рекомендациях «Бактериологическая и биохимическая идентификация микобактерии».

Биологическая проба. При отрицательных результатах бактериоскопии и посева материала, исследуемого на микобактерии туберкулеза, если все же подозревается туберкулез, ставят опыты на животных (так называемая биологическая проба). Это наиболее чувствительный метод выявления возбудителя туберкулеза. Самым чувствительным к туберкулезной инфекции лабораторным животным является морская свинка. Считается, что заражение морской свинки позволяет диагностировать туберкулез даже при наличии в материале, использованном для заражения, 1—5 микробных клеток.

Биологический метод широко применяется в диагностике туберкулеза со времени открытия возбудителя этой инфекции. Он не потерял своей ценности и в настоящее время. Более того, сейчас этот метод с успехом применяется для выявления не только типичных неизмененных, но и разнообразных биологически измененных форм возбудителя, в частности L-трансформированных и фильтрующихся форм. Кроме того, этот метод является основным при определении видовой принадлежности микобактерии, их вирулентности, изучении патогенности атипичных культур. Он широко используется для воспроизведения туберкулеза отдельных органов, исследования аллергических реакций, иммунитета и эффективности химиотерапии при туберкулезе. В последние годы метод применяется при проведении биологических пассажей в процессе изучения биологически измененных форм возбудителя в целях получения биологической реверсии.

При любом методе заражения морских свинок микобактериями туберкулеза у животных развивается генерализованный туберкулезный процесс, заканчивающийся гибелью. Однако следует иметь в виду, что возбудители туберкулеза, устойчивые к препаратам изоникотиновой кислоты, вследствие снижения или потери вирулентности могут не вызывать заболевание у морских свинок и дать отрицательные результаты биологической пробы при одновременном наличии роста на питательных средах при посеве. Это обстоятельство диктует необходимость дифференцированного подхода к результатам биологической пробы и одновременного использования метода посева при проведении заражения животного в диагностических целях.

Для повышения частоты обнаружения микобактерий туберкулеза в патологическом материале многие авторы используют, помимо подкожного, интратестикулярное заражение. При этом в патологическом материале удается чаще выявлять изониазидоустойчивые слабовирулентные микобактерий. Кроме того, для повышения чувствительности биологического метода рекомендуется искусственно снижать естественную резистентность морских свинок ежедневным введением больших доз кортизона (12,5 мг), что позволяет повысить результативность биологической пробы на 15—29% (по данным разных исследователей). Наконец, результативность биологической пробы можно повысить, применяя метод последовательных биологических пассажей. Для этого заражение каждой последующей морской свинки производится гомогенатом органов от предыдущего животного, использованного в биологической пробе. По мере увеличения числа пассажей нарастает выраженность специфических изменений в органах.

Следует подчеркнуть, что особую ценность биологическая проба представляет для диагностического исследования олигобациллярного материала.

Перед заражением морским свинкам с массой 200—250 г ставят реакцию Манту, вводя 0,02 мл альттуберкулина Коха внутрикожно в наружную поверхность бедра, освобожденную от волосяного покрова; контроль — введение такого же количества бульона в другую лапку. При отрицательной реакции через 48 ч свинку можно брать в опыт. Для заражения в диагностических целях можно использовать различный патологический материал: мокроту, мочу, промывные воды, отделяемое ран и др. Исследуемый материал обычно обрабатывают 3% раствором серной кислоты так же, как и для посева. Затем осадок 2 или (лучше) 3 раза отмывают стерильным изотоническим раствором NaCl и центрифугируют. Такое отмывание является обязательной процедурой, поскольку при попадании кислоты животному под кожу может развиться некроз. К отмытому осадку добавляют изотонический раствор NaCl и вводят эту смесь под кожу правой паховой области. За свинками проводят систематическое наблюдение, проверяя появление местного инфильтрата в месте введения материала, изъязвление этого инфильтрата, состояние регионарных лимфатических узлов и места введения материала; повторно ставят реакцию Манту. То же повторяют через 6 нед и далее. При положительных туберкулиновых пробах и наличии местных изменений свинок забивают через 1—1,5 мес, при отсутствии признаков развивающегося туберкулеза — через 3 мес.

Туберкулиновые пробы при наличии туберкулезного процесса становятся положительными через 2 нед — 1 мес после заражения.

На вскрытии свинок, погибших от туберкулеза, наблюдается картина генерализованного туберкулеза. Если при заражении в материале были слабовирулентные микобактерии туберкулеза, то развитие процесса может ограничиться увеличением лимфатических узлов и единичными очажками в органах. Во время вскрытия делают мазки-отпечатки из органов для бактериоскопических исследований. Кроме того, кусочки лимфатических узлов, селезенки, печени и легких вырезают стерильным инструментом, помещают в стерильную ступку, гомогенизируют и засевают на плотные питательные среды. Посевы производят обязательно при отсутствии в органах макроскопически видимых изменений туберкулезного характера. Кроме того, в сомнительных случаях проводят гистологическое исследование тканей.

Для оценки распространенности и характера туберкулезного поражения у морских свинок предложено несколько схем учета макроскопических изменений в органах. Наибольшее распространение в нашей стране получили схемы, разработанные М.В. Триус и Ю.К. Вейсфейлером. По этим схемам специфические изменения в органах и лимфатических узлах оцениваются в зависимости от степени их выраженности плюсами, которые затем переводятся в цифровые показатели.

Микробиологическая диагностика b-трансформированных и фильтрующихся вариантов микобактерии. Все изложенное выше касается разнообразных методов выявления и идентификации классических бактериальных форм возбудителя туберкулеза, не учитывая многообразные формы, возникшие в результате морфологической, тинкториальной и биологической изменчивости микобактерии.

В настоящее время традиционные методы выделения микобактерии туберкулеза все меньше удовлетворяют нужды клиники, так как информативность микробиологических исследований явно недостаточна. Применяемые методы малоэффективны и не позволяют составить представление об истинном состоянии микобактериальной популяции, вегетирующей в организме больного. Это объясняется, с одной стороны, недостаточной чувствительностью ряда методов, а с другой (в значительно большей степени), тем, что большинство таких методов не позволяет выявить возбудитель, находящийся в b-трансформированном состоянии.

b-трансформация — закономерный этап жизненного цикла микобактерии.
b-формы — это варианты бактерий с дефектом клеточной стенки. Им придают особое значение в патологии человека и животных в связи с их способностью длительно существовать в макроорганизме и реверсировать в исходный вид с восстановлением свойственной ему вирулентности. Возможность попеременного или одновременного существования возбудителя в бактериальной и b-форме не только значительно затрудняет диагностику, но и влияет на развитие эпидемического процесса, создавая ложное впечатление об абациллировании источников и стерилизации очагов инфекции.

Таким образом, результаты бактериологических исследований, рассчитанных на выделение только бактериальных форм возбудителя, не могут служить основанием для исключения туберкулезной инфекции и должны дополняться данными, полученными специальными методами, которые направлены на выявление b-форм микобактерий. Последние, как известно, являются закономерно существующей формой возбудителя при разных клинических проявлениях туберкулезного процесса, а также основной формой персистирования микобактерий.

Установлено, что b-трансформация микобактерий закономерна и при использовании специальных методов исследования она может быть выявлена. Из-за биологических особенностей b-форм, для которых характерны резко измененная морфология бактериальных клеток и сниженный метаболизм, выделение их требует специальных методов культивирования и идентификации. b-формы могут обнаруживаться в виде гигантских зернистых тел, скоплений различных по размеру, гомогенности и оптической плотности шаров, гранул, сферопластоподобных образований, светопреломляющих тел и др, b-фюрмы и близкие к ним варианты возбудителя туберкулеза характеризуются повышенной хрупкостью и требуют применения особых методов выделения и условий культивирования: щадящих методов обработки материала, элективных питательных сред, наличия нативных белков и осмотических стабилизаторов.

b-формы выделяются преимущественно у больных, недавно прекративших выделять бактериальные формы. У данного контингента больных с сохранившимися полостями деструкции и воспалительными изменениями в легочной ткани выделение b-форм продолжается еще в течение 3—4 мес и более после прекращения выделения бактериальных форм. Таким образом, целенаправленные поиски b-форм микобактерий показаны у больных, не выделявших или прекративших выделять бактериальные формы, но имеющих явные клинические признаки активного туберкулезного процесса. К таким признакам относится наличие участков деструкции легочной ткани, каверн с неравномерно широкими стенками и с эволютивными воспалительными изменениями в окружающей легочной ткани.

Поиски b-форм микобактерий туберкулеза должны проводиться повторно, многократно, так как выделение их носит периодический характер. В настоящее время разработаны и применяются разнообразные методы микробиологической диагностики b-трансформированных вариантов: бактериоскопические, культуральные, биологические, серологические, иммунофлюоресцентные, гистологические. Разработаны методические основы культурального выделения b-форм, сконструированы элективные питательные среды, предложены методы обработки материала, подобраны адекватные детергенты и осмотические стабилизаторы, разработана схема посева и контролей. Предложены методы окраски b-форм в чистой культуре и патологическом материале; разработаны стандартные и ускоренные методы реверсии и др. Все это позволяет выделять b-формы из разнообразного патологического материала и устанавливать их видовую специфичность.

Основные принципы выделения и идентификации b-форм изложены в методических рекомендациях «Выделение b-форм микобактерий туберкулеза из патологического материала» и «Экспресс-индикация b-форм микобактерий туберкулеза методом иммунофлюоресценции».

Исследованиями последних лет (А.Г. Хоменко, В. И. Голышевская) установлено, что при многих клинических проявлениях туберкулеза (особенно на фоне длительной комбинированной химиотерапии) в организме больных и экспериментальных животных обнаруживаются и ультрамелкие формы возбудителя, проходящие через бактериальные фильтры. Частота обнаружения этих микроорганизмов варьирует в зависимости от формы процесса и особенно от лекарственного режима.

Для выделения ультрамелких форм разработаны культуральный и биологический методы. Основной принцип этих методов заключается в том, что исследованию подвергается материал, последовательно профильтрованный через мембранные фильтры с размером пор 0,65; 0,45 и 0,22 мкм. При этом исследуемый субстрат полностью очищается от бактериальных форм возбудителя, осколков микобактерий и других вариантов изменчивости, в материале остаются только фильтрующиеся формы. Полученный фильтрат засевают на специальные питательные среды или вводят морской свинке. Результаты оценивают по данным бактериоскопии мазков, приготовленных из культивированного фильтрата или в результате реверсии возбудителя в бактериальную форму.

источник