Эпидемическая ситуация по туберкулёзу в России
Эпидемическая ситуация по туберкулёзу в нашей стране осложнилась в начале 90-х годов. Численность впервые выявленных больных туберкулёзом по сравнению с 1990-м годом увеличилась к 2003 году более чем в 2 раза, в 1,5 раза возросла смертность по причине туберкулёза.
В структуре клинических форм стало больше пациентов, страдающих распространёнными, запущенными и осложнёнными формами, а так же больных, выделяющих лекарственно-устойчивые микобактерии туберкулёза, снизилась эффективность лечения больных туберкулёзом. При этом сохраняются резко выраженные различия в разных регионах страны, в первую очередь в отношении туберкулёза органов дыхания.
Основные мероприятия по реализации стратегии противотуберкулёзной помощи населению РФ определены под программой «Неотложные меры борьбы с туберкулёзом в России» федеральной целевой программы «Предупреждение и борьба с заболеваниями социального характера».
Токсическое воздействие микобактерий
В альвеолах пораженного участка легкого, помимо клеточных элементов, скапливается экссудат с большим содержанием фибрина. Токсическое воздействие микобактерий на окружающую их легочную и некоторые другие ткани столь велико, что в центре бугорка, как правило, образуется зона погибших клеток, зоны некроза, которые носят при туберкулезе казеозный (творожистый) характер.
В последующем на месте эпителиоидного бугорка развивается фиброзный рубец. Если казеозный некроз сохраняется, то вокруг очага развивается фиброзная капсула. Исследования последних лет показали, что в условиях раннего применения противотуберкулезных препаратов поражения в легких могут рассасываться с восстановлением нормальной легочной ткани.
При массовом инфицировании, в результате длительного контакта с бациллярным больным или при попадании микобактерий в ослабленный организм, в ткани легкого развивается воспалительный процесс с преобладанием экссудативной реакции и развитием участков специфической (туберкулезной) пневмонии, с выраженной наклонностью к творожистому некрозу и с последующими гнойным расплавлением омертвевших участков. Жидкий гной прорывается в близлежащий бронх. Вместо гноя в воспаленную ткань проникает из бронха воздух.
Так формируется полость в легком – каверна (от латинского cavium– пещера) или участок деструкции – разрушения. Образование каверны – переломный момент в жизни больного туберкулезом. При неблагоприятных условиях микобактерии, распространяясь из каверны по бронхам, вызывают поражение здоровых до того участков легочной ткани. Заболевание переходит в заключительную фазу – легочную чахотку (по-гречески – фтизу), которая и дала название медицинской специальности, изучающей туберкулез, – фтизиатрии.
В различные периоды развития туберкулезной инфекции преобладают либо клеточные элементы воспаления с последующим формированием фиброза, либо экссудативное воспаление пневмонических зон и участков распада.
Характеристика туберкулёзных бактерий
Туберкулезные бактерии подразделяются на три типа: humanus (человеческий), bovinus (бычий), avium (птичий). Туберкулезные бактерии типа humanus тонкие, прямые или слегка изогнутые палочки длиной 2,5–3,5 µ, толщиной 0,3 µ.
Они отличаются значительным полиморфизмом: встречаются палочки длиной до и больше, а также со вздутиями на концах или же короткие, иногда в форме кислотоустойчивых зерен и кислотоподатливых зерен Муха.
Туберкулез ная палочка может переходить в фильтрующиеся формы. Некоторые формы теряют кислотоустойчивость, но остаются грамположительными (зерна Муха и др.). Палочки типа bovinus в мазках из чистых культур короче и толще, чем бактерии типа humanus, а тип avium более полиморфен.
Туберкулезная бактерия – аэроб. Она растет на жидких средах в виде пленки по поверхности, при достаточном доступе кислорода. Она требовательна к питательным средам. Для культивирования применяют картофельные и яичные среды с глицерином, а также синтетические среды. На всех средах рост медленный, в течение 2–4 недель. Культура на плотной среде растет в виде сухих крупинок кремового цвета. Устойчивость туберкулезных бактерий особенно велика к высушиванию и действию дезинфицирующих веществ. Сухой жар (100°) они выносят в течение часа, но при воздействии прямых солнечных лучей быстро погибают. Находясь в мокроте, они остаются жизнеспособными при 60° в течение часа, но погибают при пятиминутном кипячении.
Туберкулезные палочки не выделяют экзотоксина. Белковая субстанция, получаемая в виде экстракта из убитых тел бактерий, носит название туберкулина. Зараженный организм проявляет повышенную чувствительность к туберкулину. Все типы туберкулезных бактерий патогенны для лабораторных животных, из которых наибольшей чувствительностью обладает морская свинка.
Техника люминесцентной микроскопии
Микроскопию проводят при увеличении 250х (например, увеличение объектива 25х, окуляра – 10х). Для детального изучения морфологии необходимо просмотреть их при увеличении 400х. Микобактерии окрашиваются в виде золотистых палочек.
Для детального изучения можно также применять иммерсионную систему. Для иммерсионных объективов используют не люменсцирующее вазелиновое масло. Предметные стекла должны быть без царапин. Для люминесцентной микроскопии используют люминесцентные микроскопы, при микроскопии достаточно просмотреть 30 полей зрения, в связи, с чем на каждый Мазок тратится значительно меньше времени.
Для микобактерий туберкулеза характерно золотисто-желтое свечение, в то время как, кислотоустойчивые сапрофиты при окраске смесью аурамина и родамина имеют свечение зеленоватого опенка. Ярко-красное свечение на зеленом фоне или золотисто-желтое – на темно-зеленом фоне характерно при окрашивании мазков по «Адамчику». Однако этот признак нельзя считать обязательным. Кислотоустойчивые сапрофиты отличаются большим полиморфизмом, поэтому следует учитывать и этот факт при бактериоскопии мочи и гной содержащего материала.
Количественная оценка результатов микроскопии
При просмотре мазков, окрашиваемых для люминесцентной микроскопии, как правило, используется меньшее увеличение (250–630), по сравнению с увеличением, используемым при просмотре мазков по методу Циль-Нельсена (1000). Таким образом, число кислотоустойчивых бактерий (КУБ), найденных при люминесцентной микроскопии мазка (увеличение 250), будет значительно больше, чем подобный результат мазка, полученный при окраски мазка по методу Циль-Нельсену (увеличение 1000). Увеличение рассчитывается методом умножения показателей величин окуляра и объектива.
Например: при микроскопии мазков, окрашенных по методу Циль-Нельсену увеличение составляет 1000 (объектив 100 и окуляр 10), при люминесцентной микроскопии 250 (объектив 25 и окуляр 10) чаще 280 (объектив 40, окуляр 7).
Чтобы избежать заблуждений, при выдаче положительных результатов, предлагается провести количественный пересчет, выявленных микобактерий в зависимости от использованного метод микроскопии и увеличения.
В последние годы довольно широкое распространение получил метод люминесцентной микроскопии. Он основан на различии свечения микроскопируемого объекта в ультрафиолетовом или коротковолновом спектре видимого света. В основе применения этого метода для дифференциации микобактерии туберкулеза лежит способность липидов этих бактерий воспринимать люминесцентные красители и затем светиться при облучении ультрафиолетовыми лучами. В зависимости от применяемых красителей микобактерии туберкулеза дают четкое ярко-красное свечение на зеленом фоне или золотисто-желтое – на темно-зеленом фоне. Этим методом можно исследовать любой материал, кроме мочи, в которой могут быть сапрофиты, трудно дифференцируемые при такой окраске. Последние имеют зеленоватый или апельсиновый оттенок. Наиболее широко распространены методы окраски акридиновым оранжевым по Адамчику и окраски аурамином-родамином.
При микроскопии мазков по люминесцентному методу высокая контрастность микроскопической картины дает возможность проводить исследования при малых увеличениях (объектив х40, окуляр х10). При такой микроскопической системе увеличивается одномоментно просматриваемое поле зрения (по сравнению с иммерсионной микроскопией). Это позволяет выявлять единичные микобактерии и делает люминесцентный метод особенно ценным при исследовании олигобациллярного материала. Люминесцентная микроскопия значительно сокращает время, затрачиваемое на нахождение единичных микобактерии туберкулеза, позволяет быстро просмотреть весь препарат и, следовательно, повысить число находок.
Окраска мазков по Цилю-Нильсену
Приготовленные, как описано выше, мазки покрывают фильтровальной бумагой и наносят 1,5–2,0 мл карболового фуксина па один мазок, затем медленно нагревают предметное стекло с мазком над пламенем горелки по появления пара.
При этом не допускают кипение фуксина и высушивание материала. Мазок с прогретым раствором оставляют на 5 минут. Затем удаляют фильтровальную бумагу и аккуратно смывают остатки краски со стекла проточной водой.
Обесцвечивание проводят 25% раствором серной кислоты (2 мл на мазок) в течение З минут. Затем стекло промывают проточной водой и дополнительно обрабатывают 96% этиловым спиртом (2 мл на мазок) в течение 5 минут. Гашение фона достигается обработкой 0,3% раствором метиленового синего в течение 30–60 секунд.
(Все растворы готовятся с использованием дистиллированной воды)
1). Насыщенный спиртовой раствор фуксина: основной фуксин – 3 г растворяют в – 100 мл 96% этилового спирта.
2). Рабочий раствор фуксина: кристаллы фенола 5 г медленно нагревают до расплавления, доливают 90 мл воды, затем в полученный раствор фенола добавляют 10 мл насыщенного раствора фуксина.
3). 25% серная кислота: в 300 мл воды доливают 100 мл 98% (концентрированной) серной кислоты. Данная манипуляция проводится с крайней осторожностью!
4). 0,3% метиленовый синий: 0,3 г метиленового синего растворяют в 100 ил воды.
Для исследования окрашенных мазков используют бинокулярный микроскоп с иммерсионным объективом (х90 или х100 объектив, 7–10 окуляр). Исследуют не менее 100 микроскопических полей зрения в течение 5 минут. Ели МБТ не обнаружены, исследуют еще 100 полей зрения. Микобактерии выглядят как тонкие, прямые или слегка изогнутые палочки длиной 1–4 мкм и диаметром 0,2–0,5 мим, рубинового цвета, иногда с выраженной зернистостью.
Для культивирования микобактерии туберкулеза используют различные питательные среды: плотные, полужидкие, жидкие (синтетические и полусинтетические). Однако ни одна из них не обладает качествами, предъявляемыми к ним современной бактериологической диагностикой туберкулеза. В связи с этим для повышения результативности культурального метода рекомендуется применять посев патологического материала одновременно на несколько (2–3) питательных сред. Для выделения чистых культур микобактерии туберкулеза чаще всего применяют различные по составу плотные питательные среды. В качестве стандартной среды для первичного выделения возбудителя и определения его лекарственной чувствительности ВОЗ рекомендована среда Левенштейна – Йенсена. Это плотная яичная среда, на которой хороший рост микобактерии туберкулеза получают на 15–25-й день после посева бактериоскопически положительного материала.
В последние годы широкое распространение в нашей стране получила яичная среда II, предложенная Э.Р. Финном (среда Финна-II). Она отличается от среды Левенштейна – Йенсена тем, что вместо b-аспарагина в ней используется глутамат натрия. На этой среде рост микобайтерий туберкулеза появляется на несколько дней раньше, чем на среде Левенштейна – Йенсена. Процент выделения культур на этой среде на 6–8% выше, чем на среде Левенштейна – Йенсена.
Для повышения вероятности получения роста микобактерии рекомендуется засевать патологический материал на 2–3 различные по составу питательные среды одновременно. В настоящее время, кроме безаспарагиновой среды Финна-И, в практику внедряется еще одна безаспарагиновая среда, разработанная В.А. Аникиным. По данным Московского НИИ туберкулеза, применение сред, сбалансированных по солевому составу и источникам азотистого питания иначе, чем среда Левенштейна – Йенсена, культуральная диагностика туберкулеза улучшается в среднем на 6,7%. Это особенно важно при таких формах туберкулеза, при которых возбудитель паразитирует в условиях ацидоза и анаэробиоза, в частности, при туберкулезе мочеполовых органов.
Для повышения результативности культурального метода наряду с применением одновременно нескольких различных по составу питательных сред для посева рекомендуется повторное многократное исследование материала, так как в настоящее время отмечается состояние олигобациллярности у большинства больных даже со свежевыявленными деструктивными поражениями в легких. Олигоба-циллярность проявляется не только малым количеством возбудителей в диагностическом материале, но и транзиторностью, эпизодичностью их выделения. Поэтому часто посев даже на 3 различные питательные среды не обеспечивает полной информации о состоянии бактериовыделения.
Для повышения информативности культурального метода практикуется повторное многократное исследование материала от больных. По данным Центрального НИИ туберкулеза, методика 3-кратного первичного комплексного исследования бактериоскопическими и культуральными методами у впервые выявленных больных деструктивным туберкулезом легких дает дополнительно 3,4% положительных результатов, а у больных хроническим деструктивным туберкулезом, лечившихся до поступления в стационар, – 5,8% по сравнению с данными одноразового исследования. Однако, по данным ряда авторов, и 3-кратные посевы недостаточны для выявления истинной картины бактериовыделения. Так, установлено, что при обследовании нелечившихся больных максимальный прирост информации о бактериовыделении можно получить при 6-кратных повторных посевах материала, при этом количество положительных результатов возрастает на 36–37% по сравнению с данными 3-кратного посева. У больных после 3-месячного лечения ценность многократного исследования патологического материала методом посева возрастает и при 6-кратном исследовании показатель прироста положительных результатов может достигать 70%, а после 6 мес. лечения он возрастает до 82%.
Таким образом, кратность исследования и состав питательных сред имеют важное значение для культуральной диагностики туберкулеза.
В связи с тем что в процессе интенсивной химиотерапии происходит повреждение различных метаболических систем микробной клетки, ряд микроорганизмов в микобактериальной популяции утрачивает способность нормально развиваться на питательных средах. Отмечается снижение жизнеспособности микобактерий, что может проявляться отсутствием роста на общепринятых питательных средах, а также возникновением способности расти только на осмотически сбалансированных (полужидкие или даже жидкие) питательных средах. Так, по данным И.Р. До рожковой, в процессе интенсивной противотуберкулезной химиотерапии часть микобактериальной популяции, утрачивая способность расти на плотных питательных средах, в то же время приобретает свойство расти на полужидких питательных средах, образуя микроколонии в верхнем наиболее аэрируемом участке питательной среды. Эта потребность в повышенной аэрации четко проявляется также при культивировании микобактерий в жидких питательных средах с увеличенной аэрацией, которая достигается при культивировании посевов во вращающемся термостате (Н.М. Макаревич).
После посева и закрытия пробирок материал должен быть распределен по всей поверхности питательной среды, для этого пробирки наклоняют. Пробирки должны находиться в горизонтальном положении в течение 24–48 ч, после чего их следует перевести в вертикальное положение.
Посевы нужно просматривать еженедельно. При этом обязательно регистрируются параметры: а) появление роста – срок появления, начиная со дня посева; б) интенсивность роста – число колоний, этот показатель имеет большое диагностическое и прогностическое значение, особенно если посевы производятся в динамике; в) загрязнение посева посторонней микрофлорой или грибами; г) отсутствие роста.
При первичном посеве бактериоскопически отрицательного материала на плотные среды средняя продолжительность роста составляет 20–46 дней. Отдельные штаммы растут 60 и даже 90 дней. Это заставляет выдерживать посевы в термостате в течение 3 мес., еженедельно проверяя появление роста.
Обычно вирулентные культуры микобактерий туберкулеза растут на плотных питательных средах в виде R-форм колоний различной величины и вида. Колонии сухие, морщинистые, цвета слоновой кости, но в случае диссоциации могут встречаться и влажные, слегка пигментированные колонии, розовато-желтый пигмент которых резко отличается от оранжевого или желтого пигмента сапрофитных или атипичных микобактерий. Последние обычно растут в S-форме. Следует отметить, что на среде Финна-II колонии микобактерий туберкулеза могут быть более влажными.
После курса химиотерапии от больных туберкулезом могут выделяться гладкие колонии с влажным ростом (S-формы). Гладкие колонии характерны также для Mycobacterium bovis, которые также патогенны для человека.
Положительный ответ дают только после микроскопии мазка из выросших колоний, окрашенного по Цилю–Нильсену. В мазках обнаруживаются ярко- и темно-красные палочки, лежащие одиночно или группами, образующие переплетения в виде «войлока» или «кос», часто видны темные зерна, особенно в длительно растущих культурах. В молодых культурах микобактерий туберкулеза (особенно выделенные от больных, длительно леченных химиопрепаратами) часто отличаются большим полиморфизмом, вплоть до появления коротких, почти кокковидных форм.
Интенсивность роста обозначают по 4-балльной системе: + единичные колонии; ++ от 20 до 100 колоний; +++ от 100 до 200 колоний; мм несосчитываемое число колоний (сливной рост). В двух последних случаях имеется обильное бактериовыделение, которое является показателем активности процесса и / или неэффективности лечения.
Если морфология колоний или палочек вызывает сомнения в их туберкулезной природе или культуры выделены из материала, который может содержать кислотоустойчивые сапрофиты (моча, гной из ушей и др.), мазки дополнительно обесцвечивают спиртом (в течение 45–60 мин) или жавелевой водой (в течение 1–2 ч). Следует учитывать, что молодые культуры микобактерий туберкулеза могут обесцвечиваться спиртом и жавелевой водой, так как они еще слабо кислотоустойчивы. В таких случаях культуры следует выдержать еще несколько дней (5–10) в термостате и вновь повторить микроскопическое исследование, чтобы убедиться в их кислотоустойчивости.
Авирулентные сапрофитные и атипичные микобактерий обычно грубее, толще, иногда менее интенсивно окрашены и, как правило, не образуют жгутообразных сплетений (корд-фактор отсутствует). Однако некоторые виды атипичных микобактерий (фотохромогенные) могут расти в R-форме. Многие атипичные и сапрофитные микобактерий имеют кислотоустойчивые зерна, весьма сходные с таковыми у вирулентных микобактерий туберкулеза.
В тех случаях, когда выделяются культуры, вызывающие сомнения в плане их принадлежности к микобактериям туберкулеза, их изучают, используя комплекс специальных исследований, позволяющих дифференцировать типичные микобактерий туберкулеза от нетуберкулезных (атипичных) микобактерий и кислотоустойчивых сапрофитов.
Как отмечалось выше, в случае появления на питательных средах роста колоний и установления с помощью микроскопии окрашенных по Цилю–Нильсену мазков факта, что выросшая культура относится к кислотоустойчивым микобактериям, производится количественная оценка результатов посева. С этой целью применяют различные схемы оценки (одна из них приведена выше). В Центральном НИИ туберкулеза используют количественную оценку бактериовыделения методом посева по 3 степеням: 1) скудное – на плотных питательных средах вырастает 1–20 колоний во всех пробирках, использованных для данного посева; 2) умеренное – от 21 до 100 колоний во всех пробирках; 3) обильное – обнаруживается рост более 100 колоний во всех пробирках.
Таксономическая характеристика – Четыре группы микобактерий
Первая группа – фотохромогенные микобактерии
Вырастают в темноте беспигментными (в термостате) в течение 3–6 недель, но после освещения дневным или электрическим светом приобретают пигмент желтого или желто-оранжевого цвета. К ним относятся: М. kansasii, М. simiае, М. balnеi. Наибольшее значение в легочной диагностике имеют М. kansasii.
М. kansasii (М. lucitlavum) выделены и описаны Булер и Поллак в 1953 г. как возбудитель заболеваний людей. На яичной среде растут в виде шероховатых или гладких колоний, температурный оптимум 37°С.
Морфологические бактерии умеренной длины. Описаны 2 варианта М. kansasii: оранжевый (auranticum) и белый (album). Отличаются они только способности образовывать пигмент, который зависит от наличия каротиноидов. Остальные свойства указанных вариантов – одинаковы.
При введении морским свинкам вызывают инфильтраты и уплотнения регионарных лимфоузлов. Встречаются в водоемах. Природный источник не установлен.
Вторая группа – скотохромогенные микобактерии
Образуют желто-оранжевый пигмент при росте в темноте, растут медленно 30–60 дней. К ним относятся М. aquae (М. gordonae), М. scrofulaceum.
М. scrofulaceum выделены Приссик, Массой (1958) из гноя лимфатического узла ребенка с лимфаденитом. На яичной среде растут в виде оранжевого цвета гладких или шероховатых колоний. Морфологически короткие или длинные палочковидные формы. Растут при 25–37°С. Вызывают у детей поражения лимфоузлов и легких.
М. aquae (М. gordonae, Tab-waterscotochromogen– скотохромогены водопроводной воды). Выделены и описаны Бойялил с сотр. (1962). На яичной среде растут в виде оранжевых колоний при 25–37°С. Морфологически палочковидная форма умеренной длины (приблизительно 0,5 мкм). Обнаружены в водоемах. Для лабораторных животных не патогенны.
Третья группа нефотохромогенные микобактерии
Данные микобактерии не образующие пигмента или имеющие бледно-желтую окраску, которая не усиливается под воздействием света. Растут в течение 2–3-х или 5–6-ти недель. К ним относятся М. avium, М. xenopi, М. terrae, М. gastri, М. intracellulare, М. hattey, М. bruiiense. Последние описаны Куттино, Мак Кабе, Раньон (1965). М. avium дают рост на среде Левенштейна-Йенсена в виде пигментированных колоний при 37°С и 45°С. Морфологически – средней длины палочки. Патогенны для человека и для ряда лабораторных животных, а также для домашних животных (например, свиней). Встречаются в воде, в почве.
М. xenopi (М. littorale). Описаны Швабахер (1959). Выделены от жабы. Молодые культуры растут в виде непигментированных колоний; позднее появляется пигмент желтого цвета. Морфологически – длинные нитевидные палочки. Растут при 40°–45°С, патогенны для человека.
М. terrae (Radish bacillus) бациллыредьки. Описаны Вайном (1966). Растут на среде Левенштейна-Йенсена в виде бес пигментных колоний. Оптимум роста 37 °С. Морфологически – палочка умеренной длины. Чаще всего для человека не патогенна. Встречается в окружающей нас природе.
Четвертая группа – быстрорастущие микобактерии
Растут в виде пигментных или бес пигментных колоний, чаще в виде R-формы. Хороший рост дают в течение 2–5 дней при 25°С. К этой группе относятся потенциально патогенные микобактерии М. fortuitum и такие сапрофиты, как М. phlei, М. sniegmatis и др.
источник
Общие свойства мокроты и ее микроскопия. До того как мокрота будет исследована на наличие микобактерий, лаборант по ее внешнему виду определяет количество, запах, цвет, консистенцию, характер. Жидкую мокроту, состоящую из гнойных клеток, определяют как гнойную; мокроту с преобладанием гноя или слизи — как гнойно-слизистую или сли-зисто-гнойную; мокроту без гноя, содержащую только слизь, как слизистую, содержащую только кровь,— как кровянистую, а с примесью слизи и гноя — как кровянисто-слизисто-гнойную.
По консистенции мокрота может быть тягучей, студенистой, умеренно вязкой, жидкой.
В мокроте могут быть примеси, заметные невооруженным глазом: фибринозные слепки бронхов, кусочки ткани, бело-желтоватые комочки (дитриховские пробки), зерна «чечевицы» или «линзы» из омертвевшей ткани, детрита эластических волокон, беловатые полоски, свидетельствующие об обызвествленном распаде, пленчатые образования (эхинококк) и другие включения.
Далее под микроскопом исследуют нативный препарат мокроты, для чего готовят 2 препарата на одном предметном стекле и накрывают двумя покровными стеклами. Исследование проводят при малом увеличении (объектив 10, окуляр 7) и с объектом 40.
В нативном препарате определяют наличие лейкоцитов, эозинофилов, эритроцитов, клеток эпителия, эластических и других видов волокон и прочих элементов.
Для диагностики туберкулеза большое значение имеет обнаружение в препарате эластических волокон, присутствие которых указывает на разрушение ткани. Эластические волокна в мокроте могут быть и при других заболеваниях (например, при абсцессе легких, новообразованиях, эхинокок-козе и др.). Под микроскопом эластические волокна имеют вид длинных, блестящих волокнистых образований равномерной толщины.
При наличии каверны эластические волокна покрываются мылами и приобретают вид кораллов. Коралловидные волокна образуются при наличии в каверне жира, солей кальция и магния, образующих мыла, которые и покрывают эластические волокна. Если в мокроту добавить 10 % раствор едкой щелочи, то мыла очищаются и выявляются обычные эластические волокна.
Большое диагностическое и прогностическое значение имеет выявление в препарате так называемой тетрады Эрлиха, в которую входят следующие элементы:
- 1) обызвествленные эластические волокна,
- 2) обызвествленные частицы жирового распада,
- 3) кристаллы холестерина,
- 4) измененные микобактерии туберкулеза.
Такие элементы в мокроте наблюдаются при распаде старых обызвествленных очагов.
Методы обнаружения и выделения возбудителя туберкулеза. Наиболее надежным подтверждением диагноза туберкулеза является обнаружение возбудителя в выделениях больного или взятых из организма материалах.
Основным материалом для исследования является мокрота. При отсутствии мокроты исследуют слизь из гортани или промывные воды бронхов, иногда — промывные воды желудка. Исследованию подлежат также моча, кал, спинномозговая жидкость, экссудат из плевральной полости, ас-цитическая жидкость, пунктат из закрытых натечников. При необходимости исследуют кусочки тканей или органов, взятые у больных во время операции. Материал для исследования должен быть взят с соблюдением правил асептики.
Результаты исследований во многом зависят от правильности сбора материала, его обработки и хранения. Важное значение имеет и правильное приготовление мазков или материала для посева на питательные среды.
Для обнаружения МТ в выделениях больного применяют бактериоскопический (микроскопия мазков), бактериологический (посев материала на питательные среды) и биологический (заражение лабораторных животных) методы.
Сбор и подготовка материала для исследования.
Мокрота. Следует собирать утренние порции мокроты и исследовать ее в тот же день. Если у больного мало мокроты, то ее собирают в течение дня (суточная мокрота). Для усиления секреции мокроты применяют раздражающую аэрозольную ингаляцию, для чего используют аэрозольный ингалятор типа АИ-1. Для ингаляции рекомендуется 15 % раствор натрия хлорида в 1 % растворе натрия гидрокарбоната. Ингалируют 30—60 мл раствора, нагретого до 42—45 °С. Индивидуальные мерные стаканчики и мундштуки подлежат дезинфекции. При отсутствии мокроты у больных получают промывные воды бронхов. У детей чаще исследуют промывные воды желудка, так как они плохо откашливают мокроту и заглатывают ее.
Лучше исследование мокроты проводить до начала лечения ежедневно в течение 3 дней подряд. Объяснить больному, что он должен собирать не носоглоточную слизь и слюну, а отделяемое из верхних дыхательных путей при кашле.
Перед сбором мокроты больной должен прополоскать рот и зев кипяченой водой. Мокрота должна быть собрана в стерильную плевательницу. Промывные воды бронхов получает врач-ларинголог. Для микроскопии и посева используют осадок, полученный при центрифугировании промывных вод.
Моча. В мочу могут попасть непатогенные микобактерии смегмы, которые имеют морфологическое сходство с мико-бактериями туберкулеза. Поэтому перед взятием мочи необходим тщательный туалет наружных половых органов. Утреннюю мочу следует брать стерильным катетером в стерильную посуду. Если результат утренней порции мочи отрицателен, то 2—3 дня подряд берут суточную порцию мочи, которую отстаивают в течение ночи, верхний слой сливают, а остаток центрифугируют в течение 30 мин при 3000 об/мин. Осадок используют для приготовления мазка и посева.
Кал. В хлопьях слизи и гноя можно обнаружить микобактерии туберкулеза (методом бактериоскопии и посева).
Спинномозговая жидкость. Ее оставляют на сутки при комнатной температуре. На поверхности жидкости образуется фибринозная пленка, из которой и делают мазок на стекле. При отсутствии пленки жидкость центрифугируют при 2000 об/мин в течение 30 мин, после чего ее сливают, а из осадка делают мазок.
Бактериоскопия (микроскопия) мазков. Микроскопическое исследование мазков является наиболее простым, доступным, дешевым и быстрым методом обнаружения микобактерий. Он остается одним из основных методов исследования.
Недостатком прямой бактериоскопии окрашенных мазков является низкая чувствительность метода. При микроскопии можно обнаружить М’Г в мокроте, если в 1 мл мокроты содержится не менее 10000—100000 палочек. В настоящее время под влиянием химиотерапии количество микробов в мокроте значительно снижается, что создает дополнительные трудности в выявлении возбудителя. В связи с этим в повседневной практике работы широко применяют методы обогащения и накопления микобактерий, которые позволяют концентрировать возбудителей туберкулеза в небольшом объеме материала. Совершенствуются и сами методы бактериоскопии и выделения возбудителя.
Мазки для микроскопии готовят из любого материала, полученного от больного (мокрота, кал, моча, плевральный экссудат, гной, спинномозговая жидкость).
Приготовление мазков из мокроты. Мокроту выливают в чашку Петри, под которую подкладывают лист черной бумаги, на фоне последней хорошо заметны жел-тогнойные комочки, которые и следует отбирать. Гнойные комочки деревянными заостренными палочками переносят на предметное стекло. Мазок готовят путем растирания комочков между 2 стеклами. Затем мазок высушивают на воздухе, фиксируют путем проведения мазка через пламя горелки и окрашивают по Цилю-Нильсену.
Окраска мазка по Цилю-Нильсену. На мазок наливают основной фуксин Циля и подогревают его до появления пара. После остывания мазка краску сливают и мазок промывают водопроводной водой, обесцвечивают 10—15 % раствором серной кислоты или 3 % раствором солянокислого спирта до появления бледно-розового цвета и после этого снова промывают водой. Затем мазок докрашивают 0,5 % раствором метиленового синего в течение 1/2 мин. Мазок промывают водой и высушивают.
На мазок наносят каплю кедрового масла и микроско-пируют. Микобактерии под микроскопом окрашены в рубиново-красный цвет в виде тонких прямых или слегка изогнутых палочек и располагаются единично или небольшими группами на сине-голубом фоне, в который окрашены вещество мокроты и различные клетки. При лечении химиопрепаратами микобактерии часто приобретают вид толстых и грубых палочек, похожих на кокки, и имеют более светлую окраску.
Бактериоскопия дает приблизительно на 10 % больше положительных результатов при использовании метода флотации, позволяющего в 5—10 раз увеличить концентрацию микобактерий.
Метод флотации заключается в том, что бензин, бензол, ксилол, толуол и другие углеводороды легче воды, добавленные в мокроту с водой, при встряхивании разбиваются на мельчайшие капельки, которые, поднимаясь кверху, адсорбируют на себе микобактерии.
В банку объемом 250 мл со стеклянными бусами вносят 10—15 мл мокроты (или другого исследуемого материала — кал, осадок мочи, экссудата и др.), добавляют примерно равное количество 0,5—1 % раствора едкого натра и встряхивают до полного разжижения мокроты. Затем добавляют 100 мл дистиллированной воды и 0,5—1 мл любого углеводорода и встряхивают в течение 5—10 мин. После этого в бутылку добавляют дистиллированной воды до горлышка и оставляют при комнатной температуре на 30—60 мин. На поверхности появляется беловатое пенистое флотационное кольцо, которое отсасывают пастеровской пипеткой с резиновым баллончиком и наносят на предметное стекло. По мере подсыхания капли на нее наносится новая порция. Наслаивание после подсыхания проводится 4—5 раз. После этого мазок фиксируют и окрашивают по Цилю-Нильсену.
Для концентрации возбудителя широко применяют также метод седиментации (осаждения). К мокроте прибавляют равный объем 10 % раствора натрия фосфата, который является хорошим гомогенизатором мокроты, не нарушает жизнедеятельность микобактерий и в то же время угнетает рост сопутствующей микрофлоры. После добавления натрия фосфата смесь инкубируют при температуре 37 °С в течение 24 ч, затем центрифугируют 5—10 мин при 2000 об/мин. Надосадочную жидкость потом сливают, а осадок используют как для посева, так и для микроскопии.
Более чувствительной является люминесцентная микроскопия, которая на 20—30 % по сравнению с обычной увеличивает положительный результат. Этот метод основан на способности липидов микобактерий воспринимать люминесцентные краски, которые светятся при облучении их короткими синими или ультрафиолетовыми лучами. Светящиеся микобактерии хорошо видны. Мазок можно просматривать при малом увеличении гораздо быстрее, чем при объективе с иммерсией. Мазок готовят как обычно, фиксируют смесью Никифорова и пропитывают специальными красителями (флюорохромами): аурамином в разведении 1:1000 или родамином С. Затем мазок обесцвечивают солянокислым спиртом и докрашивают кислым фуксином. Под микроскопом микобактерии светятся на темном фоне ярким золотисто-зеленым цветом. Микроскопию проводят в люминесцентном микроскопе или на обычном с опакиллюминатором (насадкой), пропускающим короткие синие и ультрафиолетовые лучи.
Недостаток метода микроскопии состоит в том, что он не позволяет безусловно дифференцировать патогенные и непатогенные микобактерии. С целью ориентировочной дифференциации патогенных и непатогенных микобактерий при микроскопии используют более длительное обесцвечивание мазков кислотой или спиртом. Сапрофиты после этого частично или полностью обесцвечиваются, а патогенные микобактерии удерживают окраску.
В последние годы появилась возможность отличать в мазках живые и мертвые микобактерии, что может служить дополнительным важным критерием оценки эффективности лечения. Суть метода состоит в том, что дезоксирибонуклеи-новая кислота (ДНК) живых микобактерий воспринимает окраску метиленовым зеленым, а у мертвых ДНК этой окраской не окрашивается. В то же время ДНК мертвых микобактерий может окрашиваться дополнительными красителями: пиронином, сафронином или карболовым фуксином.
Наиболее надежным, достоверным и чувствительным методом диагностики туберкулеза является метод выделения чистой культуры микобактерий (бактериологический). Этот метод позволяет выявить микобактерии при содержании 20—100 возбудителей в исследуемом материале, увеличивает положительный результат на 15—30 %. Выделенную культуру можно изучить, дифференцировать от непатогенных микобактерий, определить ее вирулентность и устойчивость возбудителя к лечебным препаратам. Недостатками бактериологического метода являются сложность обработки материала и длительный рост возбудителя на средах.
Засеваемый материал гомогенизируют и одновременно обрабатывают серной или соляной 6 % кислотой или 4—6 % раствором едкого натра для уничтожения посторонней микрофлоры. Осадок после центрифугирования служит материалом для посева. Посев производят на яичную среду Левенштейна-Йенсена, которая рекомендована Всемирной организацией здравоохранения в качестве стандартной среды. Посев материала делают в 5 пробирок. При обработке материала серной кислотой вся процедура подготовки для посева должна быть выполнена быстро — в пределах 15 мин, так как более длительная экспозиция в кислоте снижает способность микобактерий к росту. Микобактерии вырастают на среде на 15—25-й день после посева. Жидкие материалы (моча, ликвор, экссудат, промывные воды желудка и бронхов) перед посевом необходимо центрифугировать и для устранения посторонней микрофлоры обработать осадок 3 % раствором серной кислоты в течение 20 мин. После этого обработанный кислотой материал повторно центрифугируют, а осадок используют для посева на среду. Ликвор, полученный стерильно, засевают без обработки кислотой.
Можно делать также посев мазка из гортани. Мазок берут ватным тампоном с надгортанника под контролем гортанного зеркала. Тампон помещают в небольшой объем 3—5 % раствора серной кислоты, отжимают его, а раствор центрифугируют. Осадок засевают на среду.
Иногда пользуются ускоренными методами посевов, из которых наиболее известен метод Прайса. Этот метод состоит в том, что подсушенный мазок мокроты после обработки его в серной кислоте и промывания погружают в пробирки с кровяной средой на 7—10 дней. Затем мазок промывают, сушат, фиксируют и окрашивают по Цилю-Нильсену. Применение для обработки мокроты поверхностно-активных веществ (лаурилсульфат; лауросепт и др.) значительно увеличивает рост микобактерий.
Для посева патологического материала используют плотные, полужидкие и жидкие питательные среды, но ни одна из них не обладает всеми необходимыми качествами. Поэтому посев делают на 2—3 различные среды. Чистые культуры выделяют на плотных, полужидких яичных и агаровых средах.
В настоящее время обязательно определение устойчивости микобактерий к стрептомицину, тубазиду и ПАСКу (парааминосалициловая кислота). С этой целью готовят набор сред Левенштейна с тремя разными концентрациями каждого препарата. Микобактерии, которые растут при концентрации 10 мкг/мл и более стрептомицина и ПАСКа и при концентрации 1 мкг/мл и более тубазида, считаются лекарственно-устойчивыми.
Большое значение в микробиологической диагностике туберкулеза имеет определение количества микобактерий в исследуемом материале для оценки тяжести процесса, тактики лечения и его эффективности.
Биологический метод исследования основан на заражении патологическим материалом морских свинок, которые очень чувствительны к туберкулезной инфекции. Этот метод признается более чувствительным для обнаружения микобактерий. Появление измененных под влиянием химиотерапии микобактерий иногда дает отрицательные результаты заражения животных при положительных результатах посева на среды. Это происходит в результате значительного снижения или полной утраты микобактериями вирулентности. С целью повышения количества положительных результатов морским свинкам перед заражением ежедневно вводят большие дозы кортизона, снижающего их резистентность. Через 3—4 нед после введения исследуемого материала морской свинке ставят туберкулиновую пробу. Положительная реакция будет свидетельствовать о присутствии микобактерий туберкулеза. Если животное не погибает через 3 мес, его забивают и различные ткани подвергают микроскопическому исследованию. Для целей диагностики этот метод в настоящее время имеет ограниченное применение, поскольку посев на питательные среды дает достаточно хорошие результаты.
источник
Окраска по Цилю-Нильсену – это один из методов, используемый для обнаружения при исследовании анализов больного различных заболеваний. В случае изучения мокроты пациента на предмет наличия возбудителей, к примеру, туберкулеза широко используется данный метод. В этой статье пойдет речь о нюансах его проведения, а также о некоторых аналогичных методах.
Этот метод окрашивания используется в тех случаях, когда необходимо выявить в образце кислотоустойчивые микроорганизмы, к которым относятся возбудители туберкулеза, проказы и микробактериозов. Такие бактерии характеризуются, прежде всего, медленной скоростью роста, общими морфологическими особенностями, а также устойчивостью к кислотам и некоторым другим химическим веществам. Из-за последнего свойства такие бактерии плохо поддаются окраске обычными разведенными красителями. Для окрашивания таких бактерий на препарат наносится и в дальнейшем поджигается фуксин Циля, причем полученная окраска не исчезает под воздействием спирта и кислот.
Для проведения окраски образца по методу Циля-Нильсена необходимы следующие реактивы:
- Метиленовый синий с 10%-ным содержанием спирта;
- Раствор солянокислого спирта;
- Фуксин Циля, состоящий из фенола, фуксина и этилового спирта в количестве 50 г, 10 г и 10 г соответственно.
Также потребуется следующие инструменты:
- Газовая горелка;
- Часы для слежения за временем;
- Вода;
- 96%-ный этиловый спирт;
- Перчатки.
Окрашивание по методу Циля-Нильсена состоит из следующих этапов:
- На мазок, находящийся на предметном стекле, накладывается фильтровальная бумага, на которую затем наносится небольшое количество фуксина Циля.
- Затем предметное стекло нагревается до появления характерного пара. После появления пара стеклу нужно дать остыть. Затем нужно повторить эту процедуру еще 2 раза, а затем дать подогретому мазку остыть.
- После этого нужно смыть фуксин с приборного стекла, предварительно убрав бумагу, с помощью дистиллированной воды.
- Затем стекло помещается в раствор соляной или серной кислоты до полного обесцвечивания.
- Наконец, на обесцвеченный препарат наносится раствор метиленового синего. Стекло промывается дистиллированной водой и высушивается для дальнейшего исследования образца под микроскопом.
Липиды, которые содержатся в клеточной стенке кислотоустойчивых бактерий, хорошо удерживают цвет основного красителя. В некислотоустойчивых бактериях стабильно удерживается цвет как основного красителя, так и дополнительного.
При подозрениях на туберкулез исследуется мокрота больного. Длительный кашель с обильными выделениями является показанием для проведения подобного исследования. Визуально наличие возбудителей туберкулеза в организме может выдать мокрота характерной жидкой, пенистой консистенции и признаками гноя, а также мокрота, смешанная с кровью. Обнаружение возбудителей туберкулеза – рисовидных телец, известных также как линзы Коха, облегчается при использовании методов окраски образца. Таких как вышеописанный метод Циля-Нильсена или метод Грама, суть которого будет описана ниже.
Окраска препарата по методу Грама проводится следующим образом:
- Сперва препарат обрабатывается раствором Люголя на протяжении минуты;
- Затем препарат обесцвечивается с использованием спирта;
- Наконец, препарат промывается с использованием воды и дополнительно окрашивается фуксином.
Классификацию бактерий на грамположительные и на грамотрицательные можно наглядно увидеть при проведении подобной окраски. Первый тип бактерий окрашивается в темно-фиолетовый цвет, тогда как второй тип – в красный цвет. Исходя из такой классификации, можно судить о химическом составе клеточной стенки бактерии и о других ее характерных свойствах.
Анализ мокроты пациента является жизненно необходимым для своевременного выявления заболеваний, затрагивающих дыхательные пути, в том числе и туберкулеза. Окрашивание по методу Циля-Нильсена помогает выявить микроорганизмы и возбудители подобных болезней. В том числе и в случаях, когда речь идет об атипичных бактериях. Тем самым позволяет производить более точную и качественную диагностику подобных болезней.
Если вы сталкивались с подобными заболеваниями, знакомы с техниками исследования анализов больного на предмет наличия в них возбудителей инфекции или же у вас есть вопрос по теме, вы можете оставить свой комментарий.
источник
Основное содержание по данной теме.
Список нормативных документов, регламентирующих работу по данному разделу.
Цель деятельности по данному разделу.
Важнейшая цель бактериологических исследований: максимально быстрое выявление наиболее эпидемически опасной категории пациентов – бактериовыделителей среди лиц с подозрением на туберкулёз по клиническим и/или рентгенологическим показаниям.
Приказ Минздрава РФ от 21 марта 2003 года №109 «О совершенствовании противотуберкулёзных мероприятий в РФ».
Приказом Минздрава России №109 от 21 марта 2003г. «О совершенствовании противотуберкулёзных мероприятий в РФ» утверждены инструкции по деятельности бактериологических лабораторий противотуберкулёзных учреждений, унифицированным методам микроскопических и микробиологических исследований при выявлении, диагностике и лечении туберкулёза.
Основные показатели, делающие бактериологию ключевым элементом диагностики:
· Бактериологическое подтверждение диагноза у 85% в/в больных с лёгочными формами (взрослые).
· Выделение культуры из мокроты через 14 дней у 75% в/в больных (лёгочные формы).
· Ответ лаборатории на лекарственную устойчивость через 3-4 недели у 80% в/в больных.
Эффективность исследований возрастает, если проводят контролируемый сбор материала от больного. Сбор материала опасная процедура, поэтому собирать материал для исследования нужно, соблюдая правила инфекционной безопасности. Материал для исследования на микобактерии туберкулёза собирают в стерильные флаконы с плотно завинчивающимися крышками, чтобы предотвратить заражение окружающей среды и предохранить собранный материал от загрязнения. Для получения оптимальных результатов исследования необходимо соблюдать следующие условия:
· сбор материала проводить до начала химиотерапии;
· материал для исследования необходимо собирать до утреннего приёма пищи и лекарственных препаратов;
· для исследования желательно собрать не менее 3 проб утренней мокроты. Собирают мокроту в течение 3 дней подряд;
· собранный материал необходимо как можно быстрее доставить в лабораторию;
правильно собранная мокрота имеет слизистый или слизисто-гнойный характер. Оптимальный объём исследуемой порции мокроты составляет 3-5мл. Если в данном учреждении не проводят микробиологические исследования, собранный диагностический материал должен быть централизованно доставлен в лабораторию при условии обязательного сохранения материала в промежутках между доставками в холодильнике или с применением консервантов. Доставляют материал в лабораторию в транспортировочных ящиках, которые легко можно продезинфицировать. Каждая проба должна быть снабжена соответствующей этикеткой, а вся партия – заполненным сопроводительным бланком. При первичном, так называемом диагностическом обследовании больного на туберкулёз необходимо в течение 2 или 3 ней исследовать не менее 3 порций мокроты, собранных под наблюдением медицинского персонала, что повышает результативность микроскопии. Первичный скрининг туберкулёза должны осуществлять все лечебно-диагностические учреждения системы здравоохранения. В противотуберкулёзных учреждениях используют схему обследования, предусматривающую не менее чем 3-кратное в течение 3 дней исследование мокроты или другого диагностического материала. В процессе лечения микробиологические исследования проводят регулярно не реже 1 раза в месяц в фазе интенсивной химиотерапии. При переходе к фазе долечивания исследования проводят реже – с интервалом в 2-3 месяца, при этом кратность исследования снижают до двух.
Особенность патологического материала при внелёгочных формах туберкулёза – малая концентрация микобактерий туберкулёза в нём, что требует более чувствительных методов микробиологического исследования, в первую очередь, методов посева на питательную среду. При туберкулёзе мочеполовой системы моча – наиболее доступный материал исследования. Забор мочи должен производиться специально обученной м/с. Наружные половые органы обмывают водой с мылом или слабым раствором калия перманганата. Тщательно обрабатывают наружное отверстие мочеиспускательного канала. В стерильный флакон собирают среднюю порцию мочи: у мужчин естественным путём, у женщин – с помощью катетера. Мочу из почечных лоханок собирают в стерильные пробирки при катетеризации одной или двух почек, в последнем случае – обязательно раздельно из каждой почки. Небольшое количество этой мочи центрифугируют, осадок исследуют.
У мужчин сперму, пунктаты яичек, секрет простаты подвергают центрифугированию для получения осадка. При любой локализации специфического процесса в половой сфере у мужчин массаж предстательной железы может способствовать выделению секрета, содержащего микобактерии туберкулёза.
Менструальную кровь у женщин собирают отсосом или с помощью колпачка Кафки. Полученный материал освобождают от эритроцитов, отмывая его дистиллированной водой с последующим центрифугированием. Осадок исследуют.
Выделения из шеечного канала матки собирают в какую-либо ёмкость или колпачок Кафки, т.е. желательно накопить 1-2 мл патологического материала.
Материал, полученный при оперативных вмешательствах на почках, половых органах, при биопсиях, соскобах эндометрия, гомогенизируют. Для этого его помещают в стерильную ступку и тщательно измельчают стерильными ножницами. К полученной взвеси добавляют стерильный речной песок в количестве, равном её массе, затем доливают 0,5-1,0 мл изотонического раствора натрия хлорида и всё растирают до образования кашицеобразной массы с добавлением изотонического раствора натрия хлорида (4-5мл). Затем массе дают отстояться в течение 1-1,5 мин., надосадочную жидкость исследуют.
При туберкулёзе костей и суставов –пунктат (гной натёчных абсцессов), полученный стерильным шприцем, помещают в стерильную посуду и сразу доставляют в лабораторию. Стерильной пипеткой, предварительно смоченной стерильным изотоническим раствором натрия хлорида, забирают 2-5 мл гноя, переносят его во флакон с бусами и добавляют ещё 2-3 мл изотонического раствора натрия хлорида. Флакон закрывают пробкой и встряхивают в шуттель-аппарате в течение 8-10 мин. Гомогенизированную взвесь исследуют. При свищевых формах костно-суставного туберкулёза берут гной из свища. Обильное отделяемое собирают непосредственно в пробирку. В случаях скудного выделения гноя промывают свищевой ход стерильным изотоническим раствором натрия хлорида, а промывные воды, собранные в пробирку, или кусочек тампона, пропитанного гноем, отправляют на исследование. Хирургический материал, полученный при оперативных вмешательствах на костях и суставах, может состоять из гнойно-некротических масс, грануляций, рубцовой, костной ткани, ткани синовиальных оболочек и других субстратов. Его обработку производят, как при туберкулёзе почек. Микробиологическое исследование синовиальной жидкости в 3% растворе натрия цитрата (в соотношении 1:1) для предупреждения свёртывания проводят непосредственно после пункции.
При туберкулёзе лимфатических узлов – гной, извлечённый во время пункции лимфатических узлов, исследуют также, как гной натёчных абсцессов. Ткани лимфатических узлов, полученные при оперативных вмешательствах, биопсиях, исследуют, как при других формах туберкулёза.
Исследование каловых массна микобактерии туберкулёза производят чрезвычайно редко в связи с практически полным отсутствием положительных результатов.
Микроскопия мокроты – сравнительно быстрый, простой и недорогой метод, который должен быть использован во всех случаях при подозрении на туберкулёз. Кроме того, это исследование проводят для оценки эффективности химиотерапии и для констатации выздоровления или неудачного исхода лечения при отсутствии результатов культурального исследования.
Уже более 100 лет существует самый простой и быстрый метод выявления кислотоустойчивых микобактерий – это микроскопия мазка. Используют 2 вида микроскопического исследования:
· метод прямой микроскопии, когда мазок готовят непосредственно из диагностического материала;
· метод микроскопии осадка, подготовленного из обработанного деконтаминантами материала для культурального исследования.
Лучшие результаты микроскопического исследования получают при концентрировании диагностического материала (например, центрифугированием).
Чтобы обнаружить микобактерии туберкулёза с вероятностью 50% при проведении микроскопии, 1мл мокроты должен содержать более 5000 микробных клеток. Микобактерии отличаются от других микроорганизмов характерным составом своей клеточной стенки, состоящей из миколовых кислот, которые благодаря своим сорбционным свойствам обусловливают способность окрашиваться по методикам, выявляющим кислотоустойчивые микобактерии. Наиболее распространённый метод для выявления кислотоустойчивых микобактерий в мазке – окраска по Цилю-Нильсену. Метод основан на проникновении карболового фуксина в микробную клетку через мембрану, при одновременном воздействии нагревания и сильного протравливающего действия фенола. Микобактерии не воспринимают обычные анилиновые красители, в результате чего кислотоустойчивые микобактерии окрашиваются в малиново-красный цвет, а другие микробы и клеточные элементы – в голубой.
Помимо данной методики, применяют окраску флюорохромами для люминисцентной микроскопии, что позволяет достичь наилучших результатов. Применение этого метода повышает эффективность микроскопии на 10-15%. К недостаткам метода флюоресцентной микроскопии относят сравнительно высокую стоимость микроскопа и его эксплуатации.
Не нашли то, что искали? Воспользуйтесь поиском:
источник